سامانه پشتیبانی خدمات اطلاعات

  اخبار و اعلانات

 آمار

تعداد نشریات161
تعداد شماره‌ها6,532
تعداد مقالات70,504
تعداد مشاهده مقاله124,123,034
تعداد دریافت فایل اصل مقاله97,231,183
برومند سویری, مریم, حیدری, مصطفی, غلامی, احمد, قربانی, هادی. (1399). تاثیر کود‌های زیستی و محلول‌پاشی نانو اکسید آهن بر عملکرد دانه و برخی خصوصیات فیزیولوژیکی سیاهدانه (Nigella sativa L.). , 51(4), 73-83. doi: 10.22059/ijfcs.2020.269448.654542
مریم برومند سویری; مصطفی حیدری; احمد غلامی; هادی قربانی. "تاثیر کود‌های زیستی و محلول‌پاشی نانو اکسید آهن بر عملکرد دانه و برخی خصوصیات فیزیولوژیکی سیاهدانه (Nigella sativa L.)". , 51, 4, 1399, 73-83. doi: 10.22059/ijfcs.2020.269448.654542
برومند سویری, مریم, حیدری, مصطفی, غلامی, احمد, قربانی, هادی. (1399). 'تاثیر کود‌های زیستی و محلول‌پاشی نانو اکسید آهن بر عملکرد دانه و برخی خصوصیات فیزیولوژیکی سیاهدانه (Nigella sativa L.)', , 51(4), pp. 73-83. doi: 10.22059/ijfcs.2020.269448.654542
برومند سویری, مریم, حیدری, مصطفی, غلامی, احمد, قربانی, هادی. تاثیر کود‌های زیستی و محلول‌پاشی نانو اکسید آهن بر عملکرد دانه و برخی خصوصیات فیزیولوژیکی سیاهدانه (Nigella sativa L.). , 1399; 51(4): 73-83. doi: 10.22059/ijfcs.2020.269448.654542

تاثیر کود‌های زیستی و محلول‌پاشی نانو اکسید آهن بر عملکرد دانه و برخی خصوصیات فیزیولوژیکی سیاهدانه (Nigella sativa L.)

علوم گیاهان زراعی ایران
دوره 51، شماره 4، دی 1399، صفحه 73-83    اصل مقاله (1.45 M)
نوع مقاله: مقاله پژوهشی
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22059/ijfcs.2020.269448.654542
نویسندگان
مریم برومند سویری1؛ مصطفی حیدری* 2؛ احمد غلامی2؛ هادی قربانی3
1دانشجوی دکتری زراعت، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران
2دانشیار گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران
3دانشیار گروه آب و خاک، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران
چکیده
به­منظور بررسی تاثیر محلول­پاشی نانواکسید آهن و کود­های زیستی بر عملکرد دانه و برخی خصوصیات فیزیولوژیکی سیاهدانه(Nigella sativa L.) ، آزمایشی به­صورت فاکتوریل و بر پایه طرح بلوک­های کامل تصادفی با سه تکرار، در سال 1396 در مزرعه دانشگاه صنعتی شاهرود اجرا شد. تیمار­های آزمایش شامل سه سطح محلول­پاشی نانواکسید آهن (شاهد، 5/1 و سه گرم در لیتر آب) به عنوان فاکتور اول و پنج سطح کود زیستی (قارچ­های میکوریزی Glomus mosseaeو Glomus intraradices و دو نوع باکتری محرک رشد شامل ازتوباکتر و آزوسپریلیوم به همراه تیمار شاهد) به‌عنوان فاکتور دوم بودند. نتایج نشان داد که بیشترین عملکرد دانه از تلقیح با قارچ میکوریزGlomus intraradices  به‌دست آمد. اثر متقابل محلول‌پاشی نانواکسید آهن و کود­های زیستی، تاثیر معنی­داری بر میزان فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدانی کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و پلی فنول­اکسیداز و همچنین مقادیر کلروفیل کل، a و b داشت. بیشترین میزان فعالیت آنزیم کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و پلی فنول­اکسیداز در تیمار سه گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب و عدم مصرف کود زیستی به‌دست آمد. بیشترین مقدار کلروفیل a از تیمار سه ‌گرم در یک لیتر آب به همراه قارچ میکوریزی Glomus intraradices و کلروفیل b از مصرف همزمان دو غلظت مصرفی نانواکسید آهن به همراه دو گونه قارچ میکوریزی به‌دست آمد.به‌‌نظر می‌رسد که در بین تیمار­های مورد بررسی، تلقیح گیاه با قارچ میکوریز Glomus intraradicesبیشترین تاثیر را بر عملکرد دانه گیاه سیاهدانه داشت و محلول­پاشی سه گرم نانواکسید آهن در لیتر، در افزایش رنگدانه­های فتوسنتزی و فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدان بسیار موثر واقع شد.
 
کلیدواژه‌ها
ترکیبات بیوشیمیایی؛ سیاهدانه؛ رنگیزه­های فتوسنتزی؛ کودهای بیولوژیکی؛ نانواکسید آهن
عنوان مقاله [English]
Effects of biofertilizers and foliar application of iron oxide nanoparticle on grain yield and some physiological characteristics of black cumin (Nigella sativa L.)
نویسندگان [English]
Maryam Bromand sivieri1؛ Mostafa Heydari2؛ Ahmad Gholami2؛ Hadi Ghorbani3
1PhD. Student of Agronomy, Shahroud University of Technology Shahrood, Shahrood, Iran
2Associate Professor, Department of Agronomy and Plant Breeding, Shahrood University of Technology, Shahrood, Iran
3Associate Professor, Department of Soil and Water, Shahrood University of Technology, Shahrood, Iran
چکیده [English]
Abstract
To study the effects of biofertilizers and foliar application of iron oxide nanoparticles on grain yield and some physiological characteristics of black cumin (Nigella sativa L.), an experiment was carried out as factorial in randomized complete block design with three replications at the growing season of 2017, in Agricultural College of Shahrood University of Technology. Treatments consisted of foliar application of iron oxide nanoparticles at three levels (control, 1.5 and 3 g/L water) as the first factor and biofertilizers at five levels (mycorrhizal fungi Glomus intraradices and Glomus mosseae and two types of growth promoting rhizobacteria including Azospirillum and Azotobacter solution with control) as the second factor. Results showed that the highest grain yield was obtained from inoculation with mycorrhizal fungus, Glomus intraradices .The interaction of foliar application of iron oxide nanoparticles and biofertilizers had a significant effect on antioxidant enzyme activities such as catalase, ascorbat peroxidase and polyphenol oxidase as well as total, “a” and “b” chlorophylls. The highest activity of catalase, ascorbat peroxidase and polyphenol oxidase enzymes were in 3 g/L water Iron oxide nanoparticles treatment of and non-use of biofertilizers. The highest amount of chlorophyll “a” was obtained from 3 g/L water treatment, with Glomus intraradices and chlorophyll “b” from the combination of two concentrations of iron nano oxide with two mycorrhizal fungi. It seems that among the treatments studied, Glomus intraradices had the highest effect on grain yield of the black cumin and application of 3 g iron nano oxide /L of water was highly effective in the photosynthetic pigmentation increasing and antioxidant enzymes activity.
کلیدواژه‌ها [English]
Biochemical compounds, biofertilizers, Bback cumin, iron oxide, nano particle, photosynthetic pigments
اصل مقاله

مقدمه

با توجه به افزایش سریع جمعیت ایران و نیاز مبرم و روز افزون صنایع داروسازی به گیاهان دارویی به­ عنوان مواد اولیه دارو و نیز به‌منظور بهبود سطح کیفی زندگی، تحقیق در مورد این دسته از گیاهان ضروری است. سیاهدانه یکی از گیاهان دارویی با نام علمی Nigella sativa، گیاهی است دولپه، علفی، یک‌ساله و متعلق به راسته آلاله Ranunculales و تیره Ranunculaceae است (Ziaee et al., 2012). هر چند که در گیاهان دارویی، ساخت مواد مؤثره به صورت ژنتیکی کنترل می­شود، اما تولید آن‌ها به‌طور بارزی تحت تأثیر عوامل محیطی نیز قرار می­گیرد، به‌طوری‌که عوامل محیطی، علاوه بر تأثیر بر رشد و نمو گیاهان، در کمیت و کیفیت مواد مـؤثره آن‌ها نیـز تـأثیر مـی­گـذارند. حاصلخیزی خاک از جمله عواملی است کـه تـأثیر مثبتی بر کیفیت و کمیـت محصـول نهـایی دارد (Saramadnia & Kuchaki, 1989). با توجه به اثرات مخرب زیست محیطی ناشی از مصرف بی­رویه نهاده­های شیمیایی، روز به روز بر توجه به کشاورزی پایدار افزوده می­شود. یکی از ارکان اصلی کشاورزی پایدار، استفاده از کود­های زیستی با هدف حذف یا کاهش مصرف کودهای شیمیایی است. کود‌های آلی، سبب تأمین سلامت انسان و محیط زندگی می­شوند و اهمیت کاربرد آن‌ها در مورد گیاهان دارویی که به­طور مستقیم با سلامت انسان در ارتباط هستند، محرز می‌باشد. گزارش­های محققان نشان می‌دهد که مسیر­های خاص سنتز متابولیت­های ثانویه، به‌وسیله تأثیر میکروارگانیسم­ها القا می­شود Sanchez et al., 2004)). قارچ‌های میکوریزی، مهم‌ترین نوع همزیستی متقابل در گیاهان هستند که دارای سه اثر متقابل با گیاه میزبان، قارچ و عوامل خاک می‌باشند. از دیگر کود­های زیستی می­توان به باکتری‌های ریزوسفری محرک رشد گیاه (PGPR) اشاره کرد. گزارش محققان حاکی از آن است که استفاده از ازتوباکتر و آزوسپریلوم، در بهبود ویژگی­های رشد و ترکیب‌های اسانس گیاه مریم گلی، کارآیی بالایی داشت et al., 2004)  (Youssef.

در مطالعه­ای با بررسی قارچ میکوریزا
 G. intraradices و باکتری­های محرک رشد شامل ازتوباکتر و آزسپریلیوم بر خصوصیات رشدی گیاه دارویی ریحان، باکتری­های محرک رشد توانستند تاثیر مثبتی در میزان اسانس و صفات رویشی گیاه ریحان داشته باشند و به عنوان جایگزین مناسبی برای کود­های شیمیایی معرفی شدند (Maleki et al., 2016).

گام موثر دیگر جهت دستیابی به کشاورزی پایدار، استفاده از نانوکود­ها به ­منظور کنترل دقیق آزاد سازی عناصر غذایی در محیط زیست می­باشد. استفاده از نانوکود­ها، منجر بـه افـزایش کارایی مصرف عناصر غذایی، کاهش سمیت خاک و به حداقل رساندن اثرات منفی ناشی از مصرف بیش از حد کود می­شود. با بکارگیری نانوکود­ها، زمان و سرعت رهاسـازی عناصر با نیاز غذایی گیاه هماهنگ می­شود، بنابراین گیاه قادر بـه جذب بیشترین مقدار مـواد غـذایی خواهد بود و در نتیجـه ضـمن کـاهش آبشویی عناصر، عملکرد محصول نیز افـزایش مـی­یابـد (Derosa, 2010). گیاهان دارویی برای رشد و تولید مواد موثره، به مقادیر مناسبی از ریزمغـذی­هـا نیـاز دارنـد. عناصر کم­مصرف در گیاهان، به مقـدار کـم مـورد استفاده قرار می­گیرند، اما آثار مهمی بر جای می­گذارند. این عناصر در صورت کمبود می­توانند گاهی بـه‌عنـوان محدودکننـده رشـد و جذب سایر عناصر غذایی عمل کنند. همین امر، لزوم توجه بیـشتر به کاربرد آن‌ها را مشخص می‌سازد (Malakuti, 2000). آهن، اولین عنصر ضروری اما کم مصرف برای گیاهان است. گیاهان در بین همه ریز مغذی‌ها، بیش‌ترین نیاز را به آهن دارند. آهن، بخشی از گروه کاتالیزوری بسیاری از آنزیم­های اکسیداسیون و احیا است و برای سنتز کلروفیل مورد نیاز است (Tiz & Zaygur, 2002).  بررسی­های متعددی در زمینه کاربرد کلات آهن در افزایش کلروفیل و سطح برگ، نشانگر آن است که کمبود آهن، همواره موجب از بین رفتن کلروفیل و تخریب ساختمان کلروپلاست و کاهش فعالیت آنزیم‌های اکسیداز نظیر کاتالاز و پراکسیداز می­شود (Zuo & Zhang, 2011). استفاده از مقادیر مناسب نانوکلات آهن، علاوه بر کاهش مصرف کود و آلودگی محیط زیست، سبب بهبود خصوصیات کیفی از جمله افزایش رنگدانه­های فتوسنتزی و میزان اسانس درگیاه دارویی بادرشبو (Dracocephalum moldavica L.) شد؛ با این وجود، افزایش مقدار این عنصر می­تواند به ایجاد اکسیژن فعال و در نتیجه تنش اکسیداتیو منجر شود و کاهش عملکرد گیاه دارویی را به‌دنبال داشته باشد؛ بنابراین تعیین میزان مطلوب آن، از اهمیت بسزایی برخوردار است (YousefZadeh et al., 2016).

بنابراین، با توجه بـه اهمیت گیاه دارویی سیاهدانه و افزایش عملکرد کمی و کیفی این گیاه دارویی، با در نظر گرفتن اهمیت مـدیریت اکولوژیک این گونه­های گیاهی، این آزمایش به‌منظور بررسی تـأثیر کود­های زیستی (تلقیح با باکتری‌های محرک رشد و قارچ­های میکوریزی) به‌همراه محلول‌پاشی نانواکسید آهن، بر عملکرد و برخی خصوصیات فیزیولوژیکی گیاه دارویی سیاهدانه انجام شد.

 

مواد و روش­ها

این بررسی در سال 1396 در مزرعه دانشکده کشاورزی دانشگاه صنعتی شاهرود، واقع در منطقه بسطام با طول جغرافیایی 55 درجه و 57 دقیقه شرقی، عرض جغرافیایی 36 درجه و 29 دقیقه شمالی و ارتفاع 1366 متر از سطح دریا انجام شد. نتایج به‌دست آمده از تجزیه شیمیایی خاک در جدول 1 آورده شده است.

 

 

جدول 1- خصوصیات فیزیکی و شیمیایی خاک محل اجرای آزمایش.

Table 1. Physiohemical properties of theexperimental site soil.

Soil texture

Sand (%)

Clay (%)

Silt (%)

Organic matter (%)

Potassium (Ppm)

Phosphorus (Ppm)

 pH

EC (ds.m-1)

Nitrogen (%)

Loamy-Clay

24

32

44

0.3

205

19

7.66

1.8

0.11
                     

 

 

آزمایش به­صورت فاکتوریل و بر پایه طرح بلوک­های کامل تصادفی با سه تکرار اجرا شد. تیمارهای آزمایش شامل محلول­ پاشی نانواکسید آهن در سه سطح شاهد (F0)، یک و نیم گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب (F1) و سه گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب (F2) به عنوان فاکتور اول و انواع مختلف کود­های زیستی شامل قارچ­های میکوریزی Glomus intraradices (B1) و Glomus mosseae(B2) و دو نوع باکتری محرک رشد شامل آزوسپریلیوم (B3) و ازتوباکتر (B4) به همراه تیمار شاهد (B0) به عنوان فاکتور دوم بودند.

نانواکسید آهن از شرکت نانو پیشگامان ایرانیان، قارچ‌های میکوریزی از شرکت زیست فناور توران شاهرود و همچنین دو گونه باکتری‌های محرک رشد از شرکت دانش بنیان تمیشه گرگان تهیه شدند. اندازه هر کرت در این آزمایش، سه متر در سه متر، فاصله بین کرت­ها نیم متر و فاصله بین بلوک­ها دو متر در نظر گرفته شدند. عملیات کاشت با فاصله بین و روی ردیف 60 و 5 سانتی­متر و عملیات کاشت در تاریخ 1/2/1396 صورت گرفت.

جهت اعمال تیمار­های کود زیستی برای تلقیح بذور با مایه تلقیح باکتری و با توجه به این‌که این مایه­ها به شکل مایع بودند، در تاریکی به نحوی بذرها با مایه مخلوط شدند که یک پوشش کاملا یکنواخت از این مایه­ تلقیحی روی سطح بذر تشکیل شود. جهت اعمال قارچ­های میکوریزی، بر اساس نقشه طرح و بعد از آماده سازی زمین و قبل کشت، بذرها به­صورت شیاری ریخته شدند. بذر پاشی انجام شد و روی شیار­ها با خاک پوشانده شد و بلافاصله آبیاری انجام گرفت. محلول پاشی نانواکسید آهن در دو مرحله ساقه­دهی و دو هفته بعد از محلول­پاشی اول در هنگام غروب آفتاب انجام شد. نمونه‌برداری جهت اندازه­گیری صفات مورد مطالعه، دو هفته بعد از محلول­پاشی دوم انجام شد. نمونه­ها از برگ­های تازه و بالایی گیاهان، با حذف اثر حاشیه به­صورت تصادفی انتخاب شدند و بعد از اتیکت گذاری، با استفاده از یخدان به آزمایشگاه دانشکده منتقل شدند.

جهت اندازه­گیری کلروفیل و کارتنوئید، 05/0 گرم از بافت تر برگ نمونه­های برداشت شده با پنج میلی­لیتر استون 80 درصد سائیده شد. سپس به مدت 30 دقیقه در دستگاه سانتریفوژ با سرعت 4000 هزار دور قرار داده شد و پس از آن، قسمت فوقانی حاصل از سانتریفوژ در کووت اسپکتروفتومتر ریخته شد و به­طور جداگانه در طول موج­های 480، 510، 645 و 663 نانومتر قرائت شد و در نهایت مقدار کلروفیل و کارتنوئید از طریق روابط 1، 2 و 3 محاسبه شدند (Arnon, 1994, Ardakani, & Nadur, 2009 ):

 Chla= 12/7 (A663) – 2/69 (A645) ×     (1) 

Chlb= 22/9 (A645) – 4/68 (A663) ×   (2)    

Ccar= 7/6 (A480) – 1/49 (A510) ×         (3)

که در این روابط، v: حجم عصاره مصرف شده و w: وزن نمونه می­باشد.

برای سنجش فلاونوییدها، 05/0 گرم بافت تر در سه سی سی اتانول اسیدی ( اتانول و اسـید اسـتیک به نسبت 99 به یک)، ساییده شد و به مدت 15 دقیقـه در 4000 دور سانتریفوژ شد. پس از صاف کـردن، محلـول رویی به مدت 10 دقیقه در حمـام آب گـرم بـا دمـای 80 درجه قرار داده شد. میزان جذب نمونـه­هـا توسط اسپکتروفتومتر و در طول موج 300 نانومتر خوانــده شــد و با استفاده از فرمول زیر محاسبه و بر حسب درصد جذب (% absorbance) بیان شد (Krizek et al., 1998):

100  Fla=ABS (300 nm)                           (4)

که در این رابطه، V: حجم عصاره مصرف شده می‌باشد.

برای سنجش میزان آنتوسیانین، مقدار 05/0 گرم از بافت گیاهی با چهار سی سی محلول اسید کلریدریک یک درصد متانول در یک هاون چینی سایده شد. محلول حاصل به مدت 24 ساعت در یخچال نگهداریشد و سپس، محلول به مدت 10 دقیقه و در 4000 دور سانتریفوژ شد. پس از برداشتن فاز رویی،  جذب محلول­ها در طول موج 530 و 657 نانومتر نسبت به شاهد اندازه‌گیری شد و با استفاده از رابطه زیر محاسبه شد (Mita et al., 1997):

A= A530 – (0.25 × A657)                                   (5)

که در این رابطه، A: جذب محلول می­باشد.

جهت اندازه‌گیری فعالیت آنزیم کاتالاز و پلی فنول اکسیداز، عصاره آنزیمی از هموژن کردن 05/0 گرم بافت تر با بافر فسفات 1/0 مولار با اسیدیته 8/6 تهیه شد. جهت سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز، مخلوط واکنش به حجم سه میلی­لیتر شامل بافر فسفات سدیم 50 میلی­مولار با اسیدیته هفت، پراکسید هیدروژن 45/0 مولار و عصاره آنزیمی تهیه شد. تغییـرات جـذب محلـول واکـنش بـه­وسـیله دسـتگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 240 نانومتر، به‌مدت یک دقیقه ثبت شد. ضریب خاموشی (ε) آنزیم کاتالاز برابر با µM-1Cm-1 40 می­باشد و در نهایت میزان فعالیت آنزیم بر حسب میکرومول بر دقیقه بر گرم بافت تازه بیان شد. جهت سنجش فعالیت آنزیم پلی فنول اکسیداز، مخلوط واکنش به حجم سه میلی­لیتر شامل 8/2 میلی­لیتر بافر فسفات 25 میلی­مولار با اسیدیته 8/6، عصاره آنزیمی و پیروگالل 3/0 مولار بود. تغییرات جذب نور در طول موج 420 نانومتر در یک دقیقه­ اول اندازه­گیری شد. ضریب خاموشی (ε) آنزیم پلی فنول اکسیداز برابر µM-1Cm-1 47/2 می­باشد و در نهایت میزان فعالیت آنزیم بر حسب میکرومول بر دقیقه بر گرم بافت تازه بیان شد (Kar & Mishra, 1976).

جهت اندازه­گیری فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز، استخراج عصاره آنزیمی از هموژن کردن 05/0 گرم بافت تر گیاهی با بافر فسفات 250 میلی‌مولار با اسیدیته هفت صورت گرفت. دو میلی‌لیتر مخلوط واکنش شامل بافر فسفات 250 میلی مولار با اسیدیته هفت،EDTA  1/0 میلی­مولار، آسکوربات 5/0 مولار و پراکسید هیدروژن 2/1 میلی­مولار بود. عمل اندازه‌گیری در طول موج 290 نانومتر در یک دقیقه اول انجام گرفت. ضریب خاموشی (ε) آنزیم آسکوربات پراکسیداز برابر با  µM-1Cm-18/2 می‌باشد و در نهایت میزان فعالیت انزیم بر حسب میکرومول بر دقیقه بر گرم بافت تازه  بیان شد (Nakano & Asada, 1981).

جهت اندازه­گیری عملکرد دانه، در پایان دوره رشد گیاه و در مرحله رسیدگی، بعد از حذف اثر حاشیه­ای، بوته­های یک متر مربع  وسط هر کرت برداشت شدند، دانه­های آن جدا شد و پس از خشک شدن در آون 75 درجه سانتیگراد به مدت 72 ساعت، با استفاده از ترازوی دیجیتال توزین شدند.

داده­های به‌دست آمده با استفاده از نرم­افزار SAS (نسخه 1/9) تجزیه شدند و مقایسه میانگین داده­ها با روش LSD در سطح احتمال پنج درصد انجام شد. برای رسم نمودار­ها و جدول­ها از برنامةEXCEL  استفاده شد.

 

نتایج و بحث

عملکرد دانه

نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده­ها نشان داد که تنها اثر کود­های زیستی بر عملکرد دانه معنی­دار شد و تیمار نانواکسید آهن و نیز اثر متقابل کودهای زیستی و نانواکسید ، تاثیر معنی­داری بر عملکرد دانه نداشتند (جدول 2).

 

 

جدول 2- تجزیه واریانس تاثیر محلول­پاشی نانواکسید آهن و کودهای زیستی بر صفات مورد بررسی.

Table 2. Variance analysis of the effects of biofertilizers and foliar application of iron oxide nanoparticle on measured traits.

 

Mean square

 

Catalase

Polyphenol oxidase

Ascorbate peroxidase

Flavonoid

Anthocyanin

Carotenoid

Chlorophyll a

Chlorophyll b

Total chlorophyll

Grain yield

 

Df

 

S.O.V

 

ns8-10×845

**0.0044

*0.005

ns0.001

*0.0003

**0.057

**0.039

*0.096

**0.257

**327.9

2

Block

 

**0.023

**8.241

**1.407

** 0.356

**0.012

**0.136

**0.623

**2.116

**4.815

53.62 ns

2

Iron Nanpaticle

 

**0.002

**1.403

**0. 25

** 0.373

**0.009

**1.508

**3.076

**6.142

**17.80

**36292.55

4

Biofertilizers

 

**0.00014

**0.175

**0.037

** 0.011

0.0001ns

0.006 ns

**0.021

**0.523

**0.572

ns 3.029

8

Iron Nanpaticle

*Biofertilizers

 

8-10×256

0.0135

0.004

0.003

0.00006

0.003

0.005

0.036

0.043

30.39

28

Error

 1.52

6.90

8.74

3.56

5.66

5.39

3.13

12.27

5.33

3.97

CV
                                         

* ، ** و ns: به‌ترتیب معنی‌دار در سطح پنج و یک درصد و غیرمعنی‌دار.

*, ** and ns: significant at α=0.05 and α=0.01 of probability levels and non significant, respectively.

 

 

مقایسه میانگین داده­ها نشان داد که بیشترین میزان عملکرد دانه، از تلقیح با قارچ G. intraradicesبه میزان 08/205 گرم در متر مربع به‌دست آمد و تلقیح با قارچ G. mosseaeو باکتری­های محرک رشد، در رتبه­های بعدی قرار گرفتند. کمترین مقدار عملکرد دانه نیز از تیمار شاهد به میزان 06/42 گرم در متر مربع به‌دست آمد (جدول 3). تلقیح گیاهان بـا قـارچ‌هـای میکـوریزی می­تواند رشـد و مقـدار جذب مواد غذایی، مقاومت به تنش­های محیطی و بیماری­ها و در نتیجه عملکرد دانه در گیاهان را افزایش دهد (Porras-Soriano et al., 2009). دلیل دیگر افزایش عملکرد در گیاهان در طی استفاده از قارچ­های میکوریزا، ممکن است مرتبط با تاثیر این دسته از قارچ­ها بر تثبیت نیتروژن، فسفر، ماندگاری بیشتر برگ­ها روی گیاه، حفظ و افزایش اندازه برگ و نیز بهبود فتوسنتز به­دلیل بالا رفتن سنتز کلروفیل در آن‌ها باشد (Khalvati et al., 2005)؛ بنابراین افزایش عملکرد تحت تاثیر کود­های زیستی در این آزمایش نمی­تواند دور از انتظار باشد.

رنگدانه های فتوسنتزی

نتایج تجزیه واریانس داده­ها (جدول 2) نشان داد که اثر متقابل محلول­پاشی نانواکسید آهن و کودهای زیستی بر غلظت کلروفیل کلروفیل a، b و کل در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بود. بیشترین میزان کلروفیل a از مصرف توام سه گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب و دو گونه قارچ میکوریزی به‌دست آمد و کمترین آن هم مربوط به تیمار شاهد (F0B0) بود. در این بین، بیشترین میزان کلروفیل کل و b، از مصرف هم زمان نانواکسید آهن (در هر دو غلظت مورد آزمایش) و دو گونه قارچ میکوریزی و کمترین آن‌ها از تیمار شاهد (F0B0) به‌دست آمد (شکل 1).

 

 

 

جدول 3- مقایسه میانگین­های تاثیر محلول­پاشی نانواکسید آهن و کودهای زیستی بر صفات مورد بررسی

Table 3- Mean comparison of the effects of biofertilizers and foliar application of iron oxide nanoparticle on measured traits

Grain yield (g/m2)

Anthocyanin (µg/g F.W)

Carotenoid (mg /g F.W)

Treatment

Foliar application of iron oxide nanoparticle (g/L)

 

138.97 a

0.11 c

0.95 c

Control

140.28 a

0.15  b

1.03 b

1.5

136.55 a

0.17 a

1.14 a

3

Biofertilizers

 

42.06 d

0.102 d

0.51 d

control

205.08 a

0.183 a

1.44 a

G. intraradices

185.91 b

0.172 b

1.44 a

G. mosseae

128.67 c

0.140 c

1.01 b

Azospirillum

131.26 c

0.135 c

0.77 c

Azotobacter
         

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 1- اثر متقابل محلول­پاشی نانواکسید آهن و کودهای زیستی بر میزان رنگدانه­های فتوسنتزی. F0، F1 و F2 به‌ترتیب محلول­پاشی نانواکسید آهن در غلظت­های صفر، 5/1و سه گرم در یک لیتر آب. B0، B1، B2، B3 و B4 به­ترتیب شاهد، قارچ میکوریزG. intraradices ، G. mosseae، باکتری آزوسپریلیوم و ازتوباکتر می­باشند.

Figure 1. Interaction effects of foliar application of iron oxide nanoparticle and biofertilizers on the photosynthetic pigmentation. F0, F1 and F2, are foliar application of iron oxide nanoparticle in 0, 1.5 and 3 g/L concentrations, respectively. B0, B1, B2, B3 and B4, are control, Mycorrhiza G. intraradices, G. mosseae, Azospirilium and Azotobacter bacteria, respectively.

 

 

با توجه به این‌که آهن جز متابولیک آنزیم کاپروپورفینوژن اکسیداز است و این آنزیم در بیوسنتز پیش­ساز کلروفیل تاثیر دارد، بنابراین افزایش آهن، با تاثیر بر ساخت پیش­سازهای سنتز کلروفیل می­تواند سبب افزایش آن در گیاه شود(Chereskin & Castelfrance, 1982) . قارچ­های میکوریزی نیز با تاثیری که در جذب منیزیم در گیاه دارند، می­توانند سنتز کلروفیل را افزایش دهند (Giri et al., 2004). در آزمایشی مشابه گزارش شده است که مصرف میکوریزا و باکتری، هدایت روزنه­ای و میزان کل کلروفیل گیاه کاهو را افزایش می­دهند و تفاوت میزان کلروفیل بین تیمارهای مختلف را به تولید سیتوکینین­های سنتز شده توسط باکتری­ها و قارچ­ها نسبت دادند، زیرا که این هورمون واکنش زیادی به فسفر جذب شده توسط میکروارگانیسم­ها دارد. علاوه بر این، افزایش جذب فسفر توسط میکروارگانیسم­ها، منجر به پهن­تر شدن برگ و افزایش کلروفیل در واحد سطح برگ می­شود (Vivas et al., 2003) که بیانگر نتیجه به­دست آمده در این آزمایش می­باشد. در آزمایشی مشابه، با بررسی اثر نانواکسید آهن و کود­های زیستی بر محتوی کلروفیل تحت شرایط تنش شوری در گیاه جو مشخص شد که مصرف توام این دو تیمار، علاوه بر تعدیل تنش شوری توانست میزان رنگدانه­های فتوسنتزی را در گیاه افزایش دهد (Dadashzadeh et al., 2018). بنابراین به­نظر می­رسد که ترکیب تیماری غلظت یک و نیم گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب به همراه قارچ­های میکوریزی می­تواند تاثیر مثبتی در افزایش میزان کلروفیل در گیاه داشته باشد.

تیمار­های مورد بررسی در این آزمایش، به‌طور جداگانه تاثیر معنی­داری بر میزان کاروتنوئید در سطح احتمال یک درصد داشتند (جدول 2). در این آزمایش، با افزایش مقدار نانواکسید آهن، میزان کاروتنوئید افزایش یافت؛ بیشترین مقدار آن با محلول‌پاشی سه گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب و کمترین آن نیز در شرایط عدم مصرف نانواکسید آهن به‌دست آمد (جدول 3). از آن‌جا که غلظت­های زیاد آهن در گیاه، باعث ایجاد رادیکال­های آزاد می­شود (Ghorbanpour et al., 2015)، به‌نظر می­رسد که دلیل افزایش میزان کاروتنوئید در غلظت‌های بالای آهن، جلوگیری از آسیب کلروفیل باشد.

در این بررسی تیمار کود زیستی توانست میزان کاروتنوئید در گیاه را افزایش دهد، به­طوری‌که بیشترین میزان کاروتنوئید در تیمار با قارچ­های میکوریزا و بعد از آن، به­ترتیب از تلقیح گیاه با باکتری آزوسپریلوم و ازتوباکتر به‌دست آمد و کمترین مقدار نیز در تیمار شاهد مشاهده شد (جدول 3). در آزمایشی، کاهش کلروزیس برگی در اثر تابش پرتو C-UV، در گیاهان همزیست با قارچ میکوریزی، سبب افزایش محتوای کاروتنوئید شد (Rahmatzadeh & Galilee, 2010). بـاکتری­های محرک رشد نیز با افزایش جذب آب و مواد غذایی، سبب افزایش ساخت رنگیزه­ها در گیاهان می­شوند (Marius et al., 2005).

اثر محلول­پاشی نانواکسید آهن و کود­های زیستی به­طور جداگانه، تاثیر معنی­داری بر میزان آنتوسیانین در سطح احتمال یک درصد داشتند (جدول 2). با توجه به جدول مقایسه میانگین داده­ها (جدول 3)، با افزایش غلظت نانواکسید آهن، بر میزان آنتوسیانین در گیاه افزوده شد. بیشترین مقدار آن، با استفاده از سه گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب و کمترین آن هم در تیمار شاهد مشاهده شد.

در رابطه با مصرف کود­های زیستی نیز تفاوت معنی‌داری در شرایط مصرف با شرایط عدم مصرف و همچنین انواع مختلف کود‌های زیستی مشاهده شد (جدول 2)، به­طوری‌که بیشترین میزان آنتوسیانین، به‌ترتیب در گیاهان تلقیح شده با قارچ
 G. intraradicesبه‌دست آمد و گیاهان تلقیح شده با قارچ G. mosseae و باکتری­های محرک رشد، در رتبه­های بعدی قرار گرفتند و کمترین مقدار هم در شرایط عدم مصرف کود زیستی به‌دست آمد.

در این آزمایش، مصرف همزمان محلول­پاشی نانواکسید آهن و کود­های زیستی توانست سبب افزایش میزان فلاونوئید در سیاهدانه شود (جدول 2). در شکل 2 مشاهده می­شود که با افزایش غلظت نانو اکسید آهن از سطح  F0به F2، بر میزان فلاونوئید افزوده شد. بالاترین میزان فلاونوئید در تیمار سه کیلوگرم نانواکسید آهن در هزار لیتر آب و تلقیح با قارچ G. intraradicesبه‌دست آمد و کمترین آن در تیمار شاهد مشاهده شد.بررسی تاثیر نانواکسید آهن روی نعناع فلفلی نشان داد که با افزایش غلظت نانواکسید آهن، میزان فلاونوئید برگ افزایش می­یابد (Mohammadi et al., 2011). میکروارگانیسم­ها احتمالا از طریق مکانیسم­هایی نظیر انحلال ویتامین‌ها، ایزوآنزیم­ها، هورمون­ها و آنتی‌بیوتیک­ها (Samawati & Malekoti, 2005)، سنتز فعالیت فنیل آلانین آمونیالیاز را فعال می­کنند؛ این آنزیم به‌عنوان اولین آنزیم در مسیر فنیل پروپانوئید، موجب تبدیل فنیل آلانین به 4- کوماریل کوآنزیم A-می­شود که این ترکیب، پیش­ساز فعال در تولید ترکیبات فلاونوئیدی است (Clive et al., 1998)؛ بدین ترتیب، نهاده­های اکولوژیک می­توانند سبب افزایش میزان فلاونوئید و آنتوسیانین شوند.

 

 

 

شکل 2- اثر متقابل محلول­پاشی نانواکسید آهن و کودهای زیستی بر میزان فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدانی. F0، F1 و F2 به ترتیب محلول­پاشی نانواکسید آهن در غلظت­های صفر، 5/1و 3 گرم در لیتر آب. B0، B1، B2، B3 و B4 به­ترتیب شاهد، قارچ میکوریزG. intraradices ، G. mosseae، باکتری آزوسپریلیوم و ازتوباکتر می­باشد

Figure 2. Interaction effects of foliar application of iron oxide nanoparticle and biofertilizers on the activity of antioxidant enzymes. F0, F1 and F2, are foliar application of iron oxide nanoparticle in 0, 1.5 and 3 g/L concentrations, respectively. B0, B1, B2, B3 and B4, are control, Mycorrhiza G. intraradices, G. mosseae, Azospirilium and Azotobacter bacteria, respectively.

 

 

فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدان

اثر متقابل محلول­پاشی نانو‌اکسید آهن و کود­های زیستی بر فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدانی کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و پلی فنول اکسیداز، در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (جدول 2). با توجه به شکل 2، بیشترین میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در شرایط عدم مصرف کود زیستی و غلظت سه کیلوگرم در هزار لیتر نانواکسید آهن و کمترین مقدار نیز از تلقیح گیاه با قارچ میکوریزا بدون محلول پاشی نانو اکسید آهن به‌دست آمد.

بیشترین مقدار آنزیم آسکوربات پراکسیداز نیز با مصرف سه گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب و عدم مصرف کود زیستی به‌دست آمد و کمترین مقدار آن، از تلقیح گیاه با قارچ G. intraradices در شرایط عدم محلول­پاشی نانواکسید آهن به‌دست آمد (شکل 2).

با افزایش غلظت نانو اکسید آهن، میزان فعالیت آنزیم پلی فنول اکسیداز نیز افزایش یافت، به‌طوری‌که بیشترین مقدار آن با محلول­پاشی سه گرم در لیتر نانو اکسید آهن به همراه عدم مصرف کود زیستی مشاهده شد و کمترین مقدار نیز در شرایط عدم مصرف کود زیستی و استفاده از قارچ­های میکوریزا به‌دست آمد (شکل 2).

در آزمایشی گزارش شد که کمبود آهن درگیاهان، نه تنها موجب کلروز می­شود، بلکه فعالیت آنزیم­های مشخصی مانند کاتالاز و پراکسیداز را نیز کاهش می‌دهد، زیرا این آنزیم­ها دارای آهن پورفیرین هستند و به‌عنوان گروه­های پروستتیک، نقش ویژه‌ای را در متابولیسم گیاهی ایفا می­کنند (Bannister et al., 1987). در آزمایشی، کمبـود آهـن منجـر بـه کاهش کلی فعالیت آسکوربات پراکسـیداز سـیتوزول، در جلبک اوگلنا شد (Ishikawa et al., 1993). گزارش شده است که سلول‌های اوگلنا که کمبود آهـن دارنـد، نمـی­تواننـد در حضـور 100 میلـی­مولار H2O2 نمو یابند، درحالی‌که سلول­های دارای مقدار کافی آهن، نسبت به H2O2 از خود تحمل نشان دادنـد (Radtke et al., 1992). در آزمایشی نشان داده شد که استفاده از آهن، سبب افزایش فعالیت پراکسیداز در ریشه و کاهش فعالیت آن در برگ گیاه ناز باتلاقی
Bacopa monnieri L.))شد؛ همچنین محتوی آسکوربات هم در ریشه و هم در برگ در مقایسه با شاهد بیشتر بود (Sinha & Saxena, 2002). بنابراین افزایش میزان آسکوربات پراکسیداز، با افزایش میزان آهن، علاوه بر تاثیری که آهن در ساختار آسکوربات پراکسیداز دارد می­تواند گویای افزایش H2O2در گیاه باشد. افزایش H2O2 و ایجاد سمیت در اثر افزایش میزان آهن در گیاه برنج گزارش شده است (Mehraban & Abdolzadeh, 2012). شاید بتوان افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در غلظت­ بالای نانواکسید آهن را در این آزمایش به افزایش گونه­های فعال اکسیژن در پاسخ به سمیت آهن در گیاه نسبت داد.با توجه به نقش آهن در فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدانی، کاهش معنی‌دار فعالیت آنزیم کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز و پلی فنول اکسیداز در سطح F0، به دلیل کمبود آهن در گیاه سیاهدانه باشد.

کمتر بودن فعالیت آنزیم کاتالاز در تیمار­های حاوی باکتری گزارش شده است و دلیل آن، قرار گرفتن گیاه در شرایط مناسب توسط باکتری بیان شده است (Davoodi Fard et al., 2010). نتایج آزمایشی نشان داد که میزان گونه­های فعال اکسیژن تولید شده در گیاهچه­های فستوکای غیر میکوریزایی، بیشتر از گیاهان تلقیح شده با قارچ میکوریزا بود و این امر را به توانایی قارچ میکوریزا در کاهش اثرات تنش نسبت دادند et al., 2014) Rafiei-Demneh).

نتایج آزمایش حاضر نیز کمتر بودن فعالیت آنزیم­ها را در تیمار­های حاوی کود­های زیستی نشان می‌دهد و این مقدار در شرایط تلقیح با قارچ­های میکوریزا نسبت به باکتری­های محرک رشد کمتر بود. بنابراین این‌گونه به نظر می­رسد که قارچ­های میکوریزا نسبت به باکتری­های محرک رشد، در ایجاد شرایط مساعد برای گیاه می­توانند موثرتر واقع شوند.

 

نتیجه­گیری کلی

با توجه به نتایج به دست آمده، به­نظر می­رسد که محلول­پاشی غلظت یک و نیم گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب، به­همراه دو گونه قارچ­های میکوریزا، به‌ویژه G. intraradices می­تواند در افزایش عملکرد دانه در گیاه سیاهدانه موثر باشد. در این بین، محلول پاشی با غلظت سه گرم نانواکسید آهن در یک لیتر آب، از کارایی بیشتری در تولید رنگیزه­های فتوسنتزی و افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدانی برخودار بود.

REFERENCES

  1. Ardakani, M. & Nadur, A. (2009). Principles and techniques for plant scientists. Tehran University Press. 270p. (In Persian).
  2. Arnon, A. N. (1967). Method of extraction of chlorophyll in the plants. Agronomy Journal, 23:112-121.
  3. Bannister, J. V., Bannister, W. H. & Rotills, G. (2008). Aspects of the structure, function and application of superoxide dismutase. CRC Critical Reviews in Biochemistry, 22,111-180.
  4. Chereskin, B. M. & Castelfrance, P. A. (1982). Effects of iron and oxygen on chlorophyll biosynthesis II. Observation on the biosynthetic pathway in isolated-chloroplasts. Plant Physiology, 68, 112-116.
  5. Clive, L., Sze-Chung, S. & Nicholson, R. (1998). Reduction of light induced anthocyanin accumulation in inoculated sorghum mesocotyl implication for a compensatory role in the defense. Plant Physiology, 116, 979-989.
  6. Dadashzadeh, S., Seyed Sharifi, R. & Farzaneh, S. (2018). Effects of bio-fertilizer and nano iron oxide on yield, chlorophyll content and modeling of some components of grain filling period of barley (Hordeum vulgare L.) under salinity stress levels. Iranian Journal of Field Crops Research, 16(2), 493-509. (In Persian).
  7. Davoodi Fard, M., Hsbibi, D., Paknrzhad, F., Fazeli, F. & Farhadi pad, P. (2010). Effect of plant growth promoting rhizobacteria and foliar application of amino acids and silicic acid on antioxidant enzyme activity of wheat under drought stress. Journal of Agronomy and Plant Breeding, 6(4), 11-36. (In Persian).
  8. Derosa, M. R., Monreal, C., Schnitzer, M., Walsh, R. & Sultan, Y. (2010). Nanotechnology in fertilizers. Nature Nanotechnol, 5(2), 91.
  9. Ghorbanpour, M. (2015). Major essential oilconstituents, total phenolics and flavonoids content and antioxidant activity of Salvia officinalis plantin response to nano-titanium dioxide. Indian Journal of Plant Physiology, 20(3), 249 - 56.
  10. Giri, B. & Mukerji, K. (2004). Mycorrhizal inoculate alleviates salt stress in Sesbania aegyptica and sesbaniagrandiflora under field conditions: evidence for reduced sodium and improved magnesium uptake. Mycorrhiza, 14, 307-312.
  11. Ishikawa, T., Takeda, T., Shigeoka, S., Hirayama, O. & Mitsunaga, T. (1993). Requirement for iron and its effect on ascorbate peroxidase in Euglena gracilis. Plant Sciences, 93, 25–29.
  12. Kar, M. & Mishra, D. (1976). Catalase, peroxidase and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiology, 57, 315-319.
  13. Khalvati, M. A., Hu, Y., Mozafar, A. & Schmidhalter, U. (2005). Quantification of water uptake by arbuscular mycorrhizal hyphae and its significance for leaf growth, water relations and gas exchange of barely subjected to drought stress. Plant Biology, 7, 706-712.
  14. Krizek, D. T., Britz, S. J. & Mirecki, R. M. (1998). Inhibitory effects of ambient levels of solar UV-A and UV-B radiation on growth of cv. new red fire lettuce. Physiologia Plantarum, 103, 1-7.
  15. Malakuti, M. C. (2000). Comprehensive method of diagnosis and necessity of optimal use of chemical fertilizers. Tarbiat Modares University Press, Tehran. 131 p. (In Persian).
  16. Maleki, V., Salimi, Kh. & Ardakani, M, R. (2016). Effect of biofertilizers on vegetative growth and essential oil of sweet basil. Agroecology Journal, 11(4), 49-56. (In Persian).
  17. Marius, S., Octavita, A., Eugen, U. & Vlad, A. (2005). Study of a microbial inoculation on several biochemical indices in sunflower. Genetics and Molecular Biology, 12(2), 11-17.
  18. Mehraban, P. & Abdolzadeh, A. (2012). Effects of iron excess on the antioxidant activity and patterns of protein electrophoresis in Oryza sativa var. Shafagh. Journal of Plant Production, 19(1), 85-106. (In Persian).
  19. Mita, S., Murano, N., Akaike, M. & Nakamura, K. (1997). Mutants of Arabidopsis thaliana with pleiotropic effects on the expression of the gene for beta-amylase and on the accumulation of anthocyanin those are inducible by sugars. Plant Journal, 11, 841-851.
  20. Mohammadi, M., Majnoun Hosseini, N. & Dashtaki, M. (2016). Effects of nano-ferric oxide and zinc sulfate on chlorophyll, anthocyanin, flavonoid and leaf mineral elements of peppermint (Mentha piperita L.) at Karaj climatic conditions. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 5(32), 770- 784. (In Persian).
  21. Nakano, Y. & Asada, K. (1987). Purification of ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts; its inactivation in ascorbate-depleted medium and reactivation by monodehydroascorbate. Plant Cell Physiology, 28, 131-140.
  22. Peyvandi, M., Parande, H. & Mirza, M. (2011). Comparison on nano Fe chelate with Fe chelate on growth parameters and antioxidant enzymes active of Ocimum Basilicum. New Cellular and Molecular Biotechnology, 4, 89-99. (In Persian).
  23. Porras-Soriano, A., Soriano-Martín, M. L., Porras-Piedra, A. & Azcon, R. (2009). Arbuscular mycorrhizal fungi increased growth, nutrient uptake and tolerance to salinity in olive trees under nursery conditions. Journal Plant Physiology, 166, 1350 – 59.
  24. Radtke. K., Byrnes, R., Kerrigan, W. P., Antholine, W. E. & Petering, D. H. (1992). Requirement for endogenous iron cytotoxicity caused by hydrogen peroxide in Euglena gracilis. Marine Environmental Research, 34, 339– 343.
  25. Rafiei-Demneh, M., Shabani, L. & Sharifi tehrani, M. (2014). Induction of antioxidant defensive mechanism in tall fescue inoculated with Glomus intraradices fungus under nickel stress. Journal of Plant Process and Function, 3(8), 35-46. (In Persian).
  26. Rahmatzadeh, S. & Galilee, K. H. (2010). Effect of C-UV on growth and some morphological and physiological factors in coexistence wheat plants with three species of mycorrhizal fungi. Iranian Journal of Biology, 21(1), 52-80. (In Persian).
  27. Samawati, S. & Malekoti, M. (2005). The necessity of using organic acids (hymikofluok) for quantitative and qualitative increase of agricultural products. Technical publication No. 463. Senate publications, Tehran, Iran. (In Persian).
  28. Sanchez, B. J., Trinitario, M., Ferradez, M., Angeles, M., Asuncio, M. & Juan, J. A. (2004). Variations in water status, gas exchange, and growth in Rosmarinus officinalis plants infected with Glomus deserticola under drought conditions. Plant Physiology, 161, 675 – 82.
  29. Saramadnia, Gh. & Kuchaki, A. (1989). Physiology of crop plants. Mashhad University Press. 400 pp. (In Persian).
  30. Sinha, S. & Saxena, R. (2002). Effect of iron on lipid peroxidation and enzymatic and nonenzymatic antioxidant A content in medicinal plant Bacopa monnieril. Chemosphere, 22(3), 134-132.
  31. Tiz, L. & Zaygur, A. (2002). Plant physiology. House of Biology (Third Edition), Tehran, House of Biology, 780 p. (In Persian).
  32. Vivas, A., Marulanda, A., Ruiz-Lozano, J. M., Barea, J. M. & Azcon, R. (2003). Influence of a Bacillus sp. on physiological activities of two arbuscular mycorrhizal fungi and plant responses two PEG induced drought stress. Mycorrhizae, 13, 249-256.
  33. YousefZadeh, S., Naghdi Badi, H. A., Sabaghaniya, N. & Jan Mommadi, M. (2016). The Effect of foliar application of nano-iron chelate on physiological and chemical traits of dragonhead (Dracocephalum moldavica L.). Journal of Medicinal Plants, 4 (60), 152-160. (In Persian).
  34. Youssef, A. A., Edris, A. E. & Gomaa, A. M. (2004). A comparative study between some plant growth regulators and certain growth hormones producing microorganisms on growth and essential oil composition of Salvia officinalis L. Plant Annals of Agricultural Science, 49, 299 - 311.
  35. Ziaee, T., Moharreri, N. & Hosseinzadeh, H. (2012). Review of pharmacological and toxicological effects of Nigella sativa and its active constituents. Journal of Medicinal Plants, 2(42), 16-42. (In Persian)
  36. Zuo, Y. & Zhang, F. (2011) Soil and crop management strategies to prevent iron deficiency in crops. Plant Soil Journal, 339, 83-93.
مراجع

 

REFERENCES

  1. Ardakani, M. & Nadur, A. (2009). Principles and techniques for plant scientists. Tehran University Press. 270p. (In Persian).
  2. Arnon, A. N. (1967). Method of extraction of chlorophyll in the plants. Agronomy Journal, 23:112-121.
  3. Bannister, J. V., Bannister, W. H. & Rotills, G. (2008). Aspects of the structure, function and application of superoxide dismutase. CRC Critical Reviews in Biochemistry, 22,111-180.
  4. Chereskin, B. M. & Castelfrance, P. A. (1982). Effects of iron and oxygen on chlorophyll biosynthesis II. Observation on the biosynthetic pathway in isolated-chloroplasts. Plant Physiology, 68, 112-116.
  5. Clive, L., Sze-Chung, S. & Nicholson, R. (1998). Reduction of light induced anthocyanin accumulation in inoculated sorghum mesocotyl implication for a compensatory role in the defense. Plant Physiology, 116, 979-989.
  6. Dadashzadeh, S., Seyed Sharifi, R. & Farzaneh, S. (2018). Effects of bio-fertilizer and nano iron oxide on yield, chlorophyll content and modeling of some components of grain filling period of barley (Hordeum vulgare L.) under salinity stress levels. Iranian Journal of Field Crops Research, 16(2), 493-509. (In Persian).
  7. Davoodi Fard, M., Hsbibi, D., Paknrzhad, F., Fazeli, F. & Farhadi pad, P. (2010). Effect of plant growth promoting rhizobacteria and foliar application of amino acids and silicic acid on antioxidant enzyme activity of wheat under drought stress. Journal of Agronomy and Plant Breeding, 6(4), 11-36. (In Persian).
  8. Derosa, M. R., Monreal, C., Schnitzer, M., Walsh, R. & Sultan, Y. (2010). Nanotechnology in fertilizers. Nature Nanotechnol, 5(2), 91.
  9. Ghorbanpour, M. (2015). Major essential oilconstituents, total phenolics and flavonoids content and antioxidant activity of Salvia officinalis plantin response to nano-titanium dioxide. Indian Journal of Plant Physiology, 20(3), 249 - 56.
  10. Giri, B. & Mukerji, K. (2004). Mycorrhizal inoculate alleviates salt stress in Sesbania aegyptica and sesbaniagrandiflora under field conditions: evidence for reduced sodium and improved magnesium uptake. Mycorrhiza, 14, 307-312.
  11. Ishikawa, T., Takeda, T., Shigeoka, S., Hirayama, O. & Mitsunaga, T. (1993). Requirement for iron and its effect on ascorbate peroxidase in Euglena gracilis. Plant Sciences, 93, 25–29.
  12. Kar, M. & Mishra, D. (1976). Catalase, peroxidase and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiology, 57, 315-319.
  13. Khalvati, M. A., Hu, Y., Mozafar, A. & Schmidhalter, U. (2005). Quantification of water uptake by arbuscular mycorrhizal hyphae and its significance for leaf growth, water relations and gas exchange of barely subjected to drought stress. Plant Biology, 7, 706-712.
  14. Krizek, D. T., Britz, S. J. & Mirecki, R. M. (1998). Inhibitory effects of ambient levels of solar UV-A and UV-B radiation on growth of cv. new red fire lettuce. Physiologia Plantarum, 103, 1-7.
  15. Malakuti, M. C. (2000). Comprehensive method of diagnosis and necessity of optimal use of chemical fertilizers. Tarbiat Modares University Press, Tehran. 131 p. (In Persian).
  16. Maleki, V., Salimi, Kh. & Ardakani, M, R. (2016). Effect of biofertilizers on vegetative growth and essential oil of sweet basil. Agroecology Journal, 11(4), 49-56. (In Persian).
  17. Marius, S., Octavita, A., Eugen, U. & Vlad, A. (2005). Study of a microbial inoculation on several biochemical indices in sunflower. Genetics and Molecular Biology, 12(2), 11-17.
  18. Mehraban, P. & Abdolzadeh, A. (2012). Effects of iron excess on the antioxidant activity and patterns of protein electrophoresis in Oryza sativa var. Shafagh. Journal of Plant Production, 19(1), 85-106. (In Persian).
  19. Mita, S., Murano, N., Akaike, M. & Nakamura, K. (1997). Mutants of Arabidopsis thaliana with pleiotropic effects on the expression of the gene for beta-amylase and on the accumulation of anthocyanin those are inducible by sugars. Plant Journal, 11, 841-851.
  20. Mohammadi, M., Majnoun Hosseini, N. & Dashtaki, M. (2016). Effects of nano-ferric oxide and zinc sulfate on chlorophyll, anthocyanin, flavonoid and leaf mineral elements of peppermint (Mentha piperita L.) at Karaj climatic conditions. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 5(32), 770- 784. (In Persian).
  21. Nakano, Y. & Asada, K. (1987). Purification of ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts; its inactivation in ascorbate-depleted medium and reactivation by monodehydroascorbate. Plant Cell Physiology, 28, 131-140.
  22. Peyvandi, M., Parande, H. & Mirza, M. (2011). Comparison on nano Fe chelate with Fe chelate on growth parameters and antioxidant enzymes active of Ocimum Basilicum. New Cellular and Molecular Biotechnology, 4, 89-99. (In Persian).
  23. Porras-Soriano, A., Soriano-Martín, M. L., Porras-Piedra, A. & Azcon, R. (2009). Arbuscular mycorrhizal fungi increased growth, nutrient uptake and tolerance to salinity in olive trees under nursery conditions. Journal Plant Physiology, 166, 1350 – 59.
  24. Radtke. K., Byrnes, R., Kerrigan, W. P., Antholine, W. E. & Petering, D. H. (1992). Requirement for endogenous iron cytotoxicity caused by hydrogen peroxide in Euglena gracilis. Marine Environmental Research, 34, 339– 343.
  25. Rafiei-Demneh, M., Shabani, L. & Sharifi tehrani, M. (2014). Induction of antioxidant defensive mechanism in tall fescue inoculated with Glomus intraradices fungus under nickel stress. Journal of Plant Process and Function, 3(8), 35-46. (In Persian).
  26. Rahmatzadeh, S. & Galilee, K. H. (2010). Effect of C-UV on growth and some morphological and physiological factors in coexistence wheat plants with three species of mycorrhizal fungi. Iranian Journal of Biology, 21(1), 52-80. (In Persian).
  27. Samawati, S. & Malekoti, M. (2005). The necessity of using organic acids (hymikofluok) for quantitative and qualitative increase of agricultural products. Technical publication No. 463. Senate publications, Tehran, Iran. (In Persian).
  28. Sanchez, B. J., Trinitario, M., Ferradez, M., Angeles, M., Asuncio, M. & Juan, J. A. (2004). Variations in water status, gas exchange, and growth in Rosmarinus officinalis plants infected with Glomus deserticola under drought conditions. Plant Physiology, 161, 675 – 82.
  29. Saramadnia, Gh. & Kuchaki, A. (1989). Physiology of crop plants. Mashhad University Press. 400 pp. (In Persian).
  30. Sinha, S. & Saxena, R. (2002). Effect of iron on lipid peroxidation and enzymatic and nonenzymatic antioxidant A content in medicinal plant Bacopa monnieril. Chemosphere, 22(3), 134-132.
  31. Tiz, L. & Zaygur, A. (2002). Plant physiology. House of Biology (Third Edition), Tehran, House of Biology, 780 p. (In Persian).
  32. Vivas, A., Marulanda, A., Ruiz-Lozano, J. M., Barea, J. M. & Azcon, R. (2003). Influence of a Bacillus sp. on physiological activities of two arbuscular mycorrhizal fungi and plant responses two PEG induced drought stress. Mycorrhizae, 13, 249-256.
  33. YousefZadeh, S., Naghdi Badi, H. A., Sabaghaniya, N. & Jan Mommadi, M. (2016). The Effect of foliar application of nano-iron chelate on physiological and chemical traits of dragonhead (Dracocephalum moldavica L.). Journal of Medicinal Plants, 4 (60), 152-160. (In Persian).
  34. Youssef, A. A., Edris, A. E. & Gomaa, A. M. (2004). A comparative study between some plant growth regulators and certain growth hormones producing microorganisms on growth and essential oil composition of Salvia officinalis L. Plant Annals of Agricultural Science, 49, 299 - 311.
  35. Ziaee, T., Moharreri, N. & Hosseinzadeh, H. (2012). Review of pharmacological and toxicological effects of Nigella sativa and its active constituents. Journal of Medicinal Plants, 2(42), 16-42. (In Persian)
  36. Zuo, Y. & Zhang, F. (2011) Soil and crop management strategies to prevent iron deficiency in crops. Plant Soil Journal, 339, 83-93.
آمار
تعداد مشاهده مقاله: 1,133
تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 628


سامانه مدیریت نشریات علمی. قدرت گرفته از سیناوب