مقدمه

خشکی یکی از مهم‌ترین موانع تولیدات گیاهی در جهان است (Van et al., 2017). باید توجه داشت که تنش خشکی، کشاورزی و امنیت غذایی را به‌خصوص در مناطقی که برای تأمین آب مورد نیاز در کشاورزی متکی به بارندگی هستند، تحت تأثیر قرار می‌دهد (Jha & Srivastava, 2018). ایران کشوری است که در منطقه خشک و نیمه‌خشک واقع‌شده است؛ بنابراین محصولات کشاورزی به‌طور قطع حداقل در بخشی از دوره رشدی خود با تنش‌های خشکی ملایم و یا شدید مواجه خواهند شد. به‌منظور حفظ عملکرد و متابولیسم مناسب، گیاهان مکانیسم‌های فیزیولوژیک را برای حفظ فشار تورژسانس بافت‌ها و گشودگی روزنه‌ها برای حصول حداکثر کارایی فتوسنتزی اتخاذ می‌کنند (Viger et al., 2016).

عموماً زمانی که تنش خشکی افزایش می‌یابد، هدایت روزنه‌ای و فتوسنتز خالص کم می‌شود (Singh & Reddy, 2011). کاهش هدایت روزنه‌ای باعث کاهش غلظت دی‌اکسیدکربن درون برگی می‌شود و نهایتاً غلظت دی‌اکسیدکربن در محل کربوکسیلاسیون ریبولوز-1، 5- بیس فسفات (RuBP) کربوکسیلاز/اکسیژناز (رابیسکو) کاهش می‌یابد و سرعت فتوسنتز را نیز کم می‌کند (Carmo-Silva et al., 2017). هم‌چنین بسته شدن روزنه‌ها، با محدود کردن تعرق گیاه، کارایی مصرف آب (WUE) را نیز بهبود می‌بخشد و به‌صورت غیرمستقیم تولیدات گیاهی را در شرایط تنش خشکی تحت تأثیر قرار می‌دهد (Shi et al., 2019). بنابراین بررسی پارامترهای تبادلات گازی مانند هدایت روزنه‌ای، سرعت تعرق و فتوسنتز، غلظت دی‌اکسیدکربن درون‌سلولی و کارایی مصرف آب گیاه، می‌تواند تحمل به خشکی گیاه را ارزیابی کند (Erice et al., 2011). به‌علاوه اندازه‌گیری پارامترهای فیزیولوژیک مانند غلظت کلروفیل، یکی از راه‌های مطالعه اثر تنش خشکی بر رشد و تولید گیاه است (Morgun et al., 2019). تنش خشکی می‌تواند مسیرهای بیوشیمیایی در سلول‌های گیاهی را نیز تحت تأثیر قرار دهد (Idhan et al., 2018). بالاترین میزان کلروفیل و کاروتنوئید در گیاهان متحمل به تنش خشکی دیده می‌شود (Mathobo et al., 2017).

هورمون آبسیزیک اسید یا ABA نقش مهمی در تنظیم پاسخ سازگاری گیاهان به بسیاری از تنش‌های محیطی مانند خشکی (Lv et al., 2017)، شوری (Amjad et al., 2014) و دمای پایین (Vishwakarma et al., 2017) ایفا می‌کند. این هورمون در ریشه‌ها تولید می‌شود و سپس به برگ‌ها انتقال می‌یابد. آبسیزیک اسید خارجی به‌راحتی توسط گیاه جذب می‌شود و اغلب به‌صورت محرک اثرات تنش آب عمل می‌کند؛ از این ‌رو، به‌عنوان هورمون تنش در نظر گرفته می‌شود (Cai et al., 2017). آبسیزیک اسید اثر سریعی بر بسته شدن روزنه‌ها دارد و باعث کاهش هدایت روزنه‌ای می‌شود (Hosy et al., 2003). درواقع آبسیزیک اسید به دو شکل فتوسنتز را در برگ‌ها تحت تأثیر قرار می‌دهد؛ یک، از طریق بستن روزنه‌ها و کاهش در فراهمی دی‌اکسیدکربن، دو: از طریق تأثیر بر دستگاه فتوسنتزی. در پاسخ اول، هنگامی‌که روزنه‌ها بسته می‌شوند، فتوسنتز از طریق کاهش دسترسی سلول به دی اکسیدکربن کاهش می‌یابد، تا زمانی که پاسخ دوم یا اثرات غیر روزنه‌ای آبسیزیک اسید بروز کند و موجب کاهش سرعت فتوسنتز شود. این اثرات ثانویه اغلب به دلیل نقشی که آبسیزیک اسید در تولید گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) دارد (Li et al., 2010)، به‌صورت کاهش تولید کلروفیل و افزایش تخریب کلروفیل (Pospíšilová et al., 2009) و نیز آسیب به غشای سلولی (Duan et al., 2007) بروز می‌کند.

ترکیبات فنولی شامل فلاونوئیدها، آنتوسیانین، لیگنین و غیره، مهم‌ترین دسته از متابولیت‌های ثانویه هستند که نقش‌های متفاوتی در مقاومت به تنش‌های زنده و غیرزنده دارند (Chen & Lin, 2007). این ترکیبات در تمام اندام‌های گیاهی حضور دارند، اما توزیع آن‌ها در بافت و سلول‌های گیاه یکنواخت نیست
(Brglez Mojzer et al., 2016). ترکیبات فنولی، نقش‌های زیستی متفاوتی را در گیاه ایفا می‌کنند؛ به‌عنوان ‌مثال، حضور پلی‌فنول‌ها برای رشد مطلوب، توسعه و تولیدمثل گیاه ضروری است. هم‌چنین فنول‌ها به‌عنوان سیستم‌های دفاعی از گیاهان در برابر حملات پاتوژن‌ها محافظت می‌کنند
(Dai & Mumper, 2010; Asensi et al., 2011). محتوای ترکیبات ثانویه گیاه، تحت تأثیر عوامل مختلف محیطی، مورفولوژیک، آنتاگونیستی و ژنتیکی قرار می‌گیرد که در این ‌بین، اثر عوامل محیطی بسیار مهم‌تر است (Verma & Shukla, 2015). مطالعات نشان داده است که تنش خشکی به‌عنوان یکی از مهم‌ترین عوامل محیطی می‌تواند اثرات مثبتی بر بیوسنتز متابولیت‌های ثانویه در گیاهان داشته باشد. افزایش بیوسنتز این ترکیبات می‌تواند منابع آنتی‌اکسیدان‌های طبیعی و نیز مواد مؤثره داروها را افزایش دهد (Rebey et al., 2012) و افزایش سطح متابولیت‌های ثانویه در گیاه می‌تواند موجب افزایش تحمل گیاه در شرایط تنش خشکی شود
(Verma & Shukla, 2015). در مطالعات پیشین، محققان افزایش سطح متابولیت‌های ثانویه گیاهان مختلف را در شرایط تنش خشکی گزارش کرده‌اند که می‌توان به افزایش سطح ترکیبات فنولی در انگور (Król et al., 2015)، افزایش محتوای فنول و فلاونوئید در بومادران (Achillea sp) (Gharibi et al., 2016) و گل داوودی (Chrysanthemum sp.) (Hodaei et al., 2018) و نیز افزایش سطح ترکیبات فنولی در زنیان (Trachyspermum ammi L.) (Azhar et al., 2011) اشاره کرد.

شواهد زیادی وجود دارد که نشان می‌دهد، آبسیزیک اسید در بیان ژن‌های دخیل در بیوسنتز متابولیت‌های ثانویه گیاه (Barickman et al., 2014) و نیز در تغییر محتوای آن‌ها (Wang et al., 2015) نقش مهمی ایفا می‌کند. گزارش‌های زیادی حاکی از افزایش سنتز متابولیت‌های ثانویه در گیاهان تیمار شده با آبسیزیک اسید است (Wang et al., 2011). افزایش محتوای برخی از ترکیبات فنولی مانند آنتوسیانین‌ها بر اثر کاربرد خارجی آبسیزیک اسید، در مطالعات پیشین توسط محققان گزارش شده است (Gu et al., 2008; Singh et al., 2009). با توجه به نقشی که آبسیزیک اسید در افزایش محتوای متابولیت‌های ثانویه گیاه دارد، می‌توان نتیجه گرفت که آبسیزیک اسید می‌تواند ظرفیت آنتی‌اکسیدان‌های گیاه را در برابر تنش‌های زنده و غیرزنده افزایش دهد.

بادرشبو با نام علمی Dracocephalum moldavica L. یک گیاه علفی یک‌ساله از خانواده نعناعیان (Lamiaceae) است که بومی مناطق آسیای مرکزی است و در ایران بیشتر در نواحی شمال و شمال غربی کشور به‌ویژه در آذربایجان و ارتفاعات البرز می‌روید (Dastmalchi et al., 2007). عصاره و اسانس بادرشبو به‌طور گسترده در داروسازی، تولید لوازم‌آرایشی و بهداشتی و هم‌چنین در صنایع غذایی مورد استفاده قرار می‌گیرد (Dmitruk & Weryszko-Chmielewska, 2010). تمام قسمت‌های هوایی بادرشبو معطر است و خواصی همچون ضد درد، ضدالتهاب و آرامش‌بخش دارد. هم‌چنین این گیاه اثرات متعدد ضد میکروبی و آنتی‌اکسیدانی دارد (Rechinger, 1999). از آن‌جای‌که بادرشبو گیاهی آروماتیک است و ترکیبات فنولیک، مهم‌ترین بخش مواد مؤثره آن را تشکیل می‌دهند، هدف از انجام این پژوهش، ارزیابی اثر هورمون آبسیزیک اسید بر محتوای فنول کل گیاه و نیز برخی صفات همچون محتوای رنگدانه‌های فتوسنتزی و تبادلات گازی که رشد و تولید این گیاه را تحت تأثیر قرار می‌دهند، در سه رژیم رطوبتی متفاوت بود.

مواد و روش‌ها

برای انجام این مطالعه، آزمایشی به‌صورت کرت‌های خردشده و در قالب بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکرار در سال 1395 در مزرعه تحقیقاتی دانشگاه زنجان با موقعیت جغرافیایی عرض 36 درجه و 70 دقیقه شمالی و طول 48 درجه و 35 دقیقه شرقی و ارتفاع 1634متری از سطح دریا، به اجرا درآمد. میانگین دما و بارش 30 ساله در این منطقه به‌ترتیب 11 درجه سانتی‌گراد و 293 میلی‌متر گزارش‌شده است.

در این آزمایش، آبیاری در سه سطح (آبیاری مطلوب، تنش ملایم و تنش شدید) در کرت‌های اصلی و هورمون آبسیزیک اسید در پنج سطح (صفر، پنج، 10، 20 و 40 میکرومولار) در کرت‌های فرعی قرار گرفتند. برخی ویژگی‌های مرتبط با خاک مزرعه محل انجام آزمایش در جدول 1 نشان داده شده است. زمین محل اجرای آزمایش قبل از کاشت شخم زده شد و برای کشت مهیا گشت. بذور بادرشبو (درصد خلوص 95 درصد، قوه نامیه 90 درصد و وزن هزار دانه 5/1 گرم) با فاصله بین ردیف 30 سانتی‌متر و روی ردیف 10 سانتی‌متر کشت شدند و تراکم نهایی 30 بوته در مترمربع به‌دست آمد.

جدول 1- برخی ویژگی‌های مرتبط با خاک محل اجرای آزمایش.

Table 1- Some soil properties of the experimental field.

در این آزمایش، سه سطح رطوبتی مختلف مورد ارزیابی قرار گرفت: آبیاری مطلوب از زمان کشت بذر تا رسیدگی محصول، تنش ملایم تا رسیدن به پتانسیل آبی 8/0- مگاپاسکال و تنش شدید تا رسیدن به پتانسیل آبی 5/1- مگاپاسکال. بلافاصله بعد از کشت، آبیاری کرت‌ها به‌طور تقریبی هر پنج روز یک‌بار انجام شد. اعمال تنش خشکی با مشاهده جوانه گل (60 روز پس از کشت) بر روی گیاه آغاز شد. برای تعیین درصدی از رطوبت خاک که در آن پتانسیل‌های آبی مورد نظر (8/0- و 5/1-مگاپاسکال) حاصل می‌شود، از منحنی رطوبتی خاک محل اجرای آزمایش استفاده شد (شکل 1). برای این منظور، بعد از قطع آبیاری هر دو روز یک‌بار، نمونه‌برداری از عمق 30 سانتی‌متری خاک و به‌صورت تصادفی صورت گرفت. ابتدا نمونه خاک وزن شد و به مدت 24 ساعت در دمای 105 درجه سانتی‌گراد در آون قرار گرفت. وزن  خاک خشک اندازه‌گیری و در نهایت درصد رطوبت خاک محاسبه شد. سپس منحنی رطوبتی که ارتباط بین درصد رطوبت وزنی و مکش خاک را نشان می‌داد، ترسیم شد. برای اعمال تنش‌های آبی مورد نظر، ابتدا آبیاری کرت‌های مربوط به تنش شدید و سپس آبیاری کرت‌های مربوط به تنش ملایم به‌طور کامل قطع شد تا پتانسیل‌های آبی مورد نظر به‌دست آید. زمان رسیدن به پتانسیل آبی 5/1- مگاپاسکال، 14 و 8/0- مگاپاسکال، هشت روز بود.

زمانی که گیاه وارد مرحله گل‌دهی (75 روز پس از کشت) شد، محلول‌پاشی برگی آبسیزیک اسید صورت گرفت. جهت اطمینان از جذب کافی، محلول‌پاشی با آبسیزیک اسید سه مرتبه و به فاصله سه روز یک‌بار و برای جلوگیری از آسیب هورمون توسط نور شدید در ساعات پایانی روز صورت گرفت. نمونه‌برداری از گیاه، مصادف با رسیدن خاک به پتانسیل‌های آبی مورد نظر بود و پس از رسیدن به این پتانسیل‌ها و اتمام نمونه‌برداری از گیاه، مجدداً اقدام به آبیاری کرت‌ها شد. منحنی رطوبتی مزرعه در شکل 1 آورده شده است.

صفات موردمطالعه

اندازه‌گیری محتوای فنول کل

برای تعیین محتوای فنول کل در اواسط مرحله گلدهی، از روش فولین- سیوکالتئو[1] استفاده شد (Meda et al., 2005). برای این کار، 5/0 گرم نمونه برگ در پنج میلی‌لیتر متانول 80 درصد ساییده و به مدت 10 دقیقه با سرعت 4000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شد. سپس به محلول حاصل از سانتریفیوژ، 100 میکرولیتر معرف فولین- سیوکالتئو و 16/1 میلی‌لیتر آب دیونیزه اضافه شد. بعد از پنج الی هشت دقیقه استراحت، 300 میکرو لیتر کربنات سدیم (Na₂CO₃)، افزوده شد و پس ‌از آن به مدت 30 دقیقه در تاریکی و حمام بخار 40 درجه سانتی‌گراد قرار گرفت. در نهایت، مقدار جذب در طول‌ موج 765 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر (PerkinElmer- lambda 25-USA) اندازه‌گیری شد. متانول 80 درصد به‌عنوان شاهد و گالیک اسید هم به‌عنوان استاندارد برای اندازه‌گیری محتوای فنول کل گیاه مورداستفاده قرار گرفت.

شکل 1- منحنی رطوبتی مزرعه محل اجرای آزمایش.

Figure 1- Moisture curve of the experimental field

اندازه‌گیری محتوای کلروفیل و کاروتنوئید

برای تعیین میزان کلروفیل و کاروتنوئید برگ، 5/0 گرم از نمونه‌های برگی انتخاب شد و بعد از قطعه ‌قطعه کردن، به مدت 10 ثانیه در هاون چینی ساییده و کاملاً له شد. سپس 10 میلی‌لیتر استون 80 درصد به لوله‌آزمایش حاوی نمونه‌های برگی له ‌شده اضافه شد و در دستگاه سانتریفیوژ با سرعت6000 دور در دقیقه به مدت 10 دقیقه قرار گرفت. عصاره جداشده فوقانی حاصل از سانتریفیوژ، جداسازی شد و میزان جذب محلول از طریق دستگاه اسپکتروفتومتر (PerkinElmer- lambda 25-USA) در طول‌موج‌های 663، 645 و 470 نانومتر قرائت شد (Arnon, 1949). سپس از طریق روابط زیر محتوی کلروفیل a،b  و کاروتنوئید محاسبه شد.

کلروفیلa =3/19) *A663 –*86/0 A645) V/100Wرابطه (1)                                       

کلروفیل b = (3/19 * A645 – 6/3 * A663) V/100Wرابطه (2)                                        

کاروتنوئید = 100(A470)– 27/3(mg chl. a) - 104(mg chl. b)/227            رابطه (3)       

که در این روابط، V: حجم محلول صاف‌شده (محلول فوقانی حاصل از سانتریفیوژ)، W: وزن تر نمونه برحسب گرم و A: جذب نور در طول‌موج‌های 663، 645 و 470 نانومتر بود.

 تبادلات گازی

برای اندازه‌گیری برخی پارامترهای مربوط به تبادلات گازی ازجمله فتوسنتز، هدایت روزنه‌ای، غلظت دی‌اکسیدکربن زیر روزنه‌ای و تعرق، از دستگاه تحلیل‌گر گاز مادون‌قرمز (IRGA, model: Lci, ADC –Co. U.K) استفاده شد. اندازه‌گیری تبادلات گازی گیاه در مرحله گلدهی (75 روز پس از کشت) و در ساعت 12-10 صبح و در شدت نور 1400-1200 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه انجام شد. برای اندازه‌گیری این صفت، قسمت میانی بالاترین برگ بوته از هر تیمار در درون محفظه شیشه‌ای انبرک دستگاه قرار گرفت.

عملکرد دانه

جهت تعیین عملکرد دانه یک مترمربع از هر کرت پس از رسیدگی گیاهان برداشت و عملکرد دانه تعیین شد.

تجزیه داده‌ها

تجزیه واریانس و سایر محاسبات آماری با استفاده از نرم‌افزار SAS (9.2) انجام شد و مقایسه میانگین صفات با استفاده از آزمون چند دامنه‌ای دانکن در سطح احتمال پنج درصد صورت گرفت. رسم منحنی‌ها هم توسط نرم‌افزار Sigmaplot (12) انجام شد.

نتایج و بحث

محتوای فنول کل

در این مطالعه، اثر سطوح آبیاری و  هورمون آبسیزیک اسید و نیز اثر متقابل آن‌ها بر محتوای فنول کل گیاه معنی‌دار بود (جدول 2). در شرایط عدم کاربرد آبسیزیک اسید، بالاترین محتوای فنول کل (37/7 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) در شرایط تنش خشکی ملایم به‌دست آمد (شکل 2) که به‌ترتیب 84/13 و 87/6 درصد بیشتر از شرایط آبیاری مطلوب و تنش خشکی شدید بود. کاربرد هورمون آبسیزیک اسید در شرایط تنش خشکی ملایم و خشکی شدید، پاسخ مثبتی در محتوای فنول کل گیاه ایجاد کرد و با افزایش غلظت آبسیزیک اسید، محتوای فنول کل نیز افزایش یافت (شکل 2). اما در شرایط آبیاری مطلوب، تفاوت معنی‌داری بین تیمار شاهد (عدم کاربرد آبسیزیک اسید) و سایر غلظت‌های آبسیزیک اسید وجود نداشت (شکل 2). در این مطالعه، بالاترین محتوای فنول کل گیاه (86/8 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) در شرایط تنش خشکی ملایم و در غلظت 20 میکرومولار آبسیزیک اسید به‌دست آمد (شکل 2).

از آن‌جا ‌که ترکیبات فنولی در گیاهان بیشتر نقش دفاعی دارند، بنابراین وقتی گیاهان در معرض برخی تنش‌های غیرزنده مانند خشکی قرار می‌گیرند، ترکیبات فنولی مختلف در گیاه افزایش می‌یابد و سیستم آنتی‌اکسیدانی غیرآنزیمی در آن‌ها تقویت می‌شود (Martinez et al., 2016). مطالعات نشان داده است که در شرایط خشکی، تولید گونه‌های فعال اکسیژن در گیاه افزایش پیدا می‌کند (Sharma et al., 2012). گونه‌های فعال اکسیژن می‌توانند تولید آنتی‌اکسیدان‌ها و متابولیت‌های ثانویه گیاه مانند ترکیبات فنولی را افزایش دهند؛ این ترکیبات نقش بسیار مهمی در مهار گونه‌های فعال اکسیژن ایفا می‌کنند (Ksouri et al., 2007). به‌نظر می‌رسد که پایین بودن محتوای فنول کل گیاه در شرایط آبیاری مطلوب در مقایسه با شرایط تنش خشکی ملایم و شدید هم به همین امر مربوط باشد.

در این بررسی، کاربرد آبسیزیک اسید در شرایط تنش خشکی ملایم و شدید، باعث افزایش محتوای فنول کل گیاه شد (شکل 2). استفاده از تنظیم‌کنندگان رشد، یک رویکرد علمی است که می‌تواند سیستم دفاعی گیاه را فعال کند و بر مسیرهای بیوسنتز متابولیت‌های ثانویه گیاه تأثیر گذارد. این تنظیم‌کنندگان قادرند با تغییر الگوی بیان ژن‌های دخیل در مسیرهای بیوسنتزی ترکیبات، ب مقدار ترکیبات ثانویه گیاه را ه‌صورت مستقیم و غیرمستقیم افزایش دهند (Ma et al., 2013). آبسیزیک اسید به‌عنوان هورمون تنش، در شبکه پیچیده‌ای از پاسخ‌های گیاه به تنش‌های مختلف عمل می‌کند (Zhang et al., 2006). طبق مطالعات برخی از محققان، آبسیزیک اسید می‌تواند با بهبود بیان ژن‌های آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز (PAL) و نیز تیروزین آمینوترانسفراز (TAT) یعنی آنزیم‌های کلیدی مسیر بیوسنتزی ترکیبات فنولی، محتوای فنول کل گیاه را افزایش دهد (Shen et al., 2016).

در مطالعه‌ای روی نعناع چمنی (Prunella vulgaris L.)، تنش خشکی باعث افزایش 14 درصدی محتوای برخی ترکیبات فنولی نسبت به شرایط آبیاری مطلوب شد (Chen et al., 2011). در گیاه بادرنجبویه نیز محتوای فنول کل در شرایط تنش خشکی افزایش یافت (Radácsi et al., 2016). علاوه بر این، تنش خشکی ملایم باعث افزایش محتوای فنول کل و فلاونوئید در گیاه بومادران شد (Gharibi et al., 2016). مطالعات نشان داده است که آبسیزیک اسید می‌تواند تجمع ترکیبات فنولی را در تحقیقات مربوط به کشت سلول و بافت و نیز در شرایط مزرعه‌ای افزایش دهد (Murcia et al., 2017). کاربرد آبسیزیک اسید در مرحله گلدهی، موجب افزایش محتوای فنول و فلاونوئید در گیاه چای جاوه (Orthosiphon stamineus) شد (Ibrahim & Jaafar, 2013).

رنگدانه‌های فتوسنتزی

نتایج جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر رژیم‌های مختلف رطوبتی، هورمون آبسیزیک اسید و نیز اثر متقابل این دو بر محتوای رنگدانه‌های فتوسنتزی شامل کلروفیل a، b، کلروفیل کل و نیز کاروتنوئید معنی‌دار (P < 0.01) بود (جدول 2).

جدول 2- میانگین مربعات محتوای فنول کل، رنگدانه‌های فتوسنتزی، پارامترهای مربوط به تبادلات گازی و عملکرد دانه بادرشبو در پاسخ به آبسیزیک اسید در رژیم‌های مختلف رطوبتی.

Table 2. Mean squares of total phenol content, photosynthetic pigments, gas exchange parameters and seed yield of dragonhead in response to abscisic acid under different moisture regimes.

ns، * و **: به‌ترتیب عدم وجود تفاوت معنی‌دار، تفاوت معنی‌دار سطح احتمال پنج و یک درصد

ns, * and **: non- significant and significant at α=0.05 & α=0.01, respectively.

شکل 2- مقایسه میانگین محتوای فنول کل بادرشبو در پاسخ به آبسیزیک اسید در رژیم‌های مختلف رطوبتی.

Figure 2. Mean comparisons of total phenol content of dragonhead in response to abscisic acid under different moisture regimes

.

شکل 3- مقایسه میانگین محتوی کلروفیل a (A)، b (B)، کلروفیل کل (C) و کاروتنوئید (D) بادرشبو در پاسخ به آبسیزیک اسید در رژیم‌های مختلف رطوبتی.

Figure 3. Mean comparisons of dragonhead chlorophyll a (A), b (B), total chlorophyll (C) and carotenoid (D) contents in response to abscisic acid under different moisture regimes.

در شرایط عدم کاربرد هورمون آبسیزیک اسید، بالاترین محتوای کلروفیل a، در شرایط آبیاری مطلوب و تنش خشکی ملایم به‌دست آمد و در شرایط تنش خشکی شدید، محتوای کلروفیل a، به‌صورت قابل‌ملاحظه‌ای کم بود (شکلA 3). بالاترین محتوای کلروفیل b (35/1 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) در شرایط عدم کاربرد آبسیزیک اسید در گیاهان رشد یافته در شرایط تنش خشکی ملایم به‌دست آمد (شکل B3) و محتوای کلروفیل کل در گیاهانی که در شرایط تنش خشکی شدید رشد کرده بودند، در پایین‌ترین مقدار خود (55/4 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) بود (شکل C3). کلروفیل یکی از اجزای اصلی کلروپلاست در فرآیند فتوسنتز است و محتوی نسبی کلروفیل، همبستگی مثبتی با سرعت فتوسنتز دارد (Guo & Li, 1996). رشد گیاه وابسته به فتوسنتز است و فتوسنتز به همه تنش‌های زنده و غیرزنده حساس است. پرتوهای فعال فتوسنتزی در گیاه، توسط کلروفیل و سایر رنگدانه‌های جانبی مجموعه کلروفیل- پروتئین جذب می‌شوند و سپس به مرکز واکنش فتوسیستم‌های وⅡ یعنی جایی که تبدیل کوانتومی فرآیندهای فتوسنتزی رخ می‌دهد انتقال می‌یابند (Horton et al., 1996). کاهش محتوی کلروفیل در شرایط تنش خشکی، توسط سایر محققان نیز گزارش شده است (Reddy et al., 2004; Hussein et al., 2008). به‌نظر می‌رسد که افزایش فعالیت آنزیم کلروفیلاز و تجزیه مولکول‌های کلروفیل، مهم‌ترین عامل کاهش محتوی کلروفیل در شرایط تنش خشکی باشد (Reddy et al., 2004). با کاربرد هورمون آبسیزیک اسید در هر سه رژیم رطوبتی، پاسخی منفی در محتوای کلروفیل a، b و کل مشاهده شد و محتوای آن‌ها با افزایش غلظت آبسیزیک اسید کاهش یافت (شکل A-C3). محتوای کلروفیل a، b و کل در غلظت‌های صفر تا 10 میکرومولار آبسیزیک اسید، به‌صورت کاملاً مشخصی کاهش پیدا کرد و بعد از آن تا غلظت 40 میکرومولار یا کاهش یافت و یا به‌صورت ثابت باقی ماند (شکل A-C3). کمترین محتوای کلروفیل کل (04/2 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) از تیمار 40 میکرومولار هورمون آبسیزیک اسید در شرایط تنش شدید به‌دست آمد (شکل C3). کاهش محتوی کلروفیل تحت تأثیر کاربرد آبسیزیک اسید می‌تواند ناشی از تأثیر آبسیزیک اسید بر تخریب کلروفیل باشد (Frommhold, 1989) و از طرفی ABA می‌تواند فرآیندهای مربوط به پیری را در گیاه تسریع ‌کند (Fan et al., 1997).

در شرایط عدم کاربرد آبسیزیک اسید، بالاترین محتوای کاروتنوئید (71/0 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) در شرایط تنش خشکی شدید به‌دست آمد (شکل D3) که به‌ترتیب 69/34 و 92/44 درصد نسبت به شرایط تنش ملایم و آبیاری مطلوب بیشتر بود. کاروتنوئیدها نقش اساسی در کمک به گیاهان برای ایجاد مقاومت در برابر شرایط کم‌آبی را دارند (Jaleel et al., 2009). هنگامی‌که گیاه با شرایط تنش خشکی مواجه می‌شود، تعادل بین دو مرحله زنجیره انتقال الکترونی و نیز اسیمیلاسیون دی‌اکسیدکربن به هم می‌خورد؛ در نتیجه انرژی مازاد باعث ایجاد گونه‌های فعال اکسیژن می‌شود (Li et al., 2010). گیاه برای مقابله با این گونه‌های فعال، دارای دو سیستم آنتی‌اکسیدانی آنزیمی و غیر آنزیمی است (Cruz & Maria, 2008). کاروتنوئیدها یکی از اجزای غیرآنزیمی دستگاه آنتی‌اکسیدانی گیاه هستند که می‌توانند کلروفیل‌ها و سایر اجزای دستگاه فتوسنتزی را در برابر تنش اکسیداتیو ناشی از گونه‌های فعال اکسیژن حفظ کنند (Cazzonelli, 2011). با کاربرد آبسیزیک اسید در شرایط تنش خشکی ملایم و شدید، روندی صعودی در محتوای کاروتنوئید مشاهده شد؛ هرچند گیاهان رشد یافته در شرایط آبیاری مطلوب، پاسخ چندانی به کاربرد آبسیزیک اسید نشان ندادند (شکل D3). بالاترین محتوای کاروتنوئید (15/1 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) در شرایط تنش خشکی شدید و از تیمار 40 میکرومولار آبسیزیک اسید به دست آمد (شکل D3). کاروتنوئیدها آنتی‌اکسیدان‌های طبیعی گیاه هستند و قادرند که گیاهان را در برابر آسیب‌های اکسیداتیو حفظ کنند (Havaux & Niyogi, 1999). در شرایطی که غلظت آبسیزیک اسید افزایش می‌یابد، آسیب‌های اکسیداتیو ناشی از القای شرایط تنش توسط آبسیزیک اسید نیز بیشتر می‌شود. بنابراین محتوی این ترکیبات نیز در گیاه افزایش می‌یابد.

شکل 4- مقایسه میانگین سرعت فتوسنتز خالص (A)، هدایت روزنه‌ای (B)، غلظت CO₂ زیر روزنه‌ای (C)، هدایت مزوفیلی (D)، کارایی مصرف آب فتوسنتزی (E) و سرعت تعرق (F) بادرشبو در پاسخ به آبسیزیک اسید در رژیم‌های مختلف رطوبتی. نتایج، میانگین سه عدد است و میانگین‌های دارای حروف مشابه، تفاوت معنی‌داری در سطح احتمال پنج درصد ندارند.

Figure 4. Mean comparisons of net photosynthesis rate (A), stomatal conductance (B), stomatal CO₂ concentration (C), mesophyll conduction (D), photosynthetic water use efficiency (E) and transpiration rate (F) of dragonhead in response to abscisic acid under different moisture regimes.

تبادلات گازی

اثر سطوح آبیاری، هورمون آبسیزیک اسید و نیز اثر متقابل این دو بر تمام پارامترهای مربوط به تبادلات گازی معنی‌دار (P < 0.01) بود (جدول 2). در شرایط عدم کاربرد هورمون آبسیزیک اسید، بالاترین میزان سرعت فتوسنتز (98/9 میکرومول CO₂ بر مترمربع بر ثانیه) در شرایط آبیاری مطلوب به‌دست آمد (شکل A4) و در همین شرایط (عدم کاربرد هورمون آبسیزیک اسید)، هدایت روزنه‌ای نیز در شرایط آبیاری مطلوب در بالاترین میزان (085/0 میکرومول بر مول بر ثانیه) بود (شکل B4) که 45/27 و 18/41 درصد نسبت به شرایط تنش ملایم و شدید بیشتر بود. غلظت CO₂ زیر روزنه‌ای در شرایط آبیاری مطلوب در پایین‌ترین میزان (209 میکرومول بر مول) قرار داشت (شکل C4). بدون کاربرد آبسیزیک اسید، گیاهانی که در شرایط تنش خشکی شدید رشد کرده بودند، پایین‌ترین میزان هدایت مزوفیلی (03/0 میکرومول بر مول بر ثانیه) را نشان دادند (شکل D4). مصرف آب فتوسنتزی، الگوی متفاوتی را در شرایط عدم کاربرد هورمون آبسیزیک اسید از خود نشان داد. بالاترین میزان کارآیی مصرف آب فتوسنتزی (07/85 میکرومول CO₂ بر مول H₂O) در شرایط تنش خشکی ملایم به‌دست آمد (شکل E4) و بالاترین سرعت تعرق گیاه (03/5 میکرومول CO2 بر مترمربع بر ثانیه) نیز در شرایط شاهد، در شرایط آبیاری مطلوب مشاهده شد (شکل F4) که 32/47 و 17/72 درصد بیشتر از شرایط تنش خشکی ملایم و شدید بود.

اولین پاسخ همه گیاهان در هنگام وقوع کم‌آبی، بستن روزنه‌ها برای جلوگیری از هدر روی آب از طریق تعرق می‌باشد. در نتیجه، این امر موجب کاهش سرعت فتوسنتز و نیز غلظت CO₂ درون‌سلولی می‌شود(Reddy et al., 2004). با کاهش دسترسی به CO₂ در کلروپلاست، میزان فتوسنتز و ظرفیت فتوسنتزی در شرایط خشکی کاهش می‌یابد (Lawlor, 1995). نتایج کار محققان ثابت کرده است که کاهش فتوسنتز بر اثر تنش خشکی، در ابتدا به دلیا محدودیت روزنه‌ای ناشی از افت هدایت روزنه‌ای است که بر اثر بسته شدن روزنه‌های گیاه در شرایط خشکی ایجاد می‌شود، اما به دنبال تشدید شرایط خشکی، عوامل دیگری که تحت عنوان محدودیت‌های غیرروزنه‌ای در نظر گرفته می‌شوند، کاهش سرعت فتوسنتز گیاه را در پی دارند (Earl, 2002; Shepherd et al., 2002). عوامل غیر روزنه‌ای مؤثر بر سرعت فتوسنتز تحت عنوان هدایت مزوفیلی مورد مطالعه قرار می‌گیرد. در واقع، مجموعه فرآیندهای درونی برگ که در تثبیت دی‌اکسیدکربن نقش دارند مانند محتوای کلروفیل برگ، فعالیت آنزیم رابیسکو و سایر آنزیم‌های فتوسنتزی و پروسه‌های بیوشیمیایی غشای کلروپلاست، به‌عنوان هدایت مزوفیلی در نظر گرفته می‌شوند (Flexas et al., 2008). در این آزمایش، هدایت روزنه‌ای و مزوفیلی در شرایط آبیاری مطلوب در حداکثر مقدار خود قرار داشتند و تنش خشکی ملایم و شدید، موجب کاهش آن‌ها شد (شکل‌های B و C4). هم‌چنین محتوای کلروفیل کل گیاه به‌عنوان جزئی از هدایت مزوفیلی بر اثر تنش خشکی شدید کاهش یافت (شکل C3).

با کاربرد آبسیزیک اسید، سرعت فتوسنتز خالص به‌صورت مشخصی در هر سه وضعیت رطوبتی کاهش یافت (شکل A4). بیشترین و کمترین میزان سرعت فتوسنتز خالص در هر سه وضعیت رطوبتی، به‌ترتیب از تیمارهای شاهد و غلظت 40 میکرومولار آبسیزیک اسید به‌دست آمد (شکل A4) و هدایت روزنه‌ای گیاه هم در اثر کاربرد آبسیزیک اسید خارجی کاهش پیدا کرد. شکل B4 نشان می‌دهد که بالاترین مقدار هدایت روزنه‌ای گیاه در هر یک از وضعیت‌های رطوبتی در تیمار شاهد به‌دست آمد و همراه با افزایش غلظت آبسیزیک اسید، هدایت روزنه‌ای هم کاهش پیدا یافت (شکل B4). هم‌چنین مطابق نتایج، الگوی مشابهی در رابطه با اثر کاربرد آبسیزیک اسید بر غلظت CO₂ زیر روزنه‌ای در هر سه وضعیت رطوبتی مشاهده شد و با افزایش غلظت آبسیزیک اسید، غلظت CO₂ زیر روزنه‌ای به‌صورت مشخصی کاهش یافت (شکل C4).

در این بررسی، هدایت مزوفیلی به‌صورت کاملاً هماهنگ با سرعت فتوسنتز خالص در پاسخ به آبسیزیک اسید کاهش پیدا یافت (شکل D4). به‌نظر می‌رسد که آبسیزیک اسید با کاهش محتوای کلروفیل کل گیاه، موجب کاهش هدایت مزوفیلی شده باشد. بیشترین و کمترین میزان هدایت مزوفیلی از تیمار شاهد و غلظت 40 میکرومولار آبسیزیک اسید به‌دست آمد و این نتیجه در هر سه وضعیت رطوبتی مشابه بود (شکل D4). هم‌چنین افزایش غلظت آبسیزیک اسید، موجب افزایش کارایی مصرف آب فتوسنتزی شد (شکل E4). کمترین و بیشترین میزان کارایی مصرف آب فتوسنتزی گیاه در هر سه وضعیت رطوبتی به‌ترتیب از تیمارهای شاهد و غلظت 40 میکرومولار آبسیزیک اسید به‌دست آمد. در این بررسی، سرعت تعرق با کاربرد آبسیزیک اسید کاهش پیدا کرد (شکل F4). پاسخ سرعت تعرق گیاه به کاربرد آبسیزیک اسید، مشابه الگوی اثر آبسیزیک اسید بر هدایت روزنه‌ای (شکل B4) و کاملاً منطبق با آن بود. بیشترین و کمترین میزان سرعت تعرق در هر سه وضعیت رطوبتی به‌ترتیب از تیمارهای شاهد و غلظت 40 میکرومولار آبسیزیک اسید به دست آمد (شکل F4) و د رواقع با افزایش غلظت آبسیزیک اسید و کاهش هدایت روزنه‌ای گیاه، سرعت تعرق نیز کاهش یافت.

همان‌طور که گزارش شد، آبسیزیک اسید باعث کاهش پارامترهای مربوط به تبادلات گازی شد (شکل A-F4). کاهش فتوسنتز بر اثر کاربرد آبسیزیک اسید می‌تواند مربوط به محدودیت روزنه‌ای باشد که توسط آبسیزیک اسید ایجاد می‌شود. آبسیزیک اسید با کاهش نفوذ روزنه‌ای، هم هدایت روزنه‌ای و هم هدایت مزوفیلی را کاهش می‌دهد (Silva et al., 2017). سلول‌های نگهبان روزنه در اپیدرم برگ گیاه، قادر به ایجاد تعادل بین ورود CO₂ فتوسنتزی و خروج آب از طریق فرآیند تعرق هستند. این سلول‌ها می‌توانند به‌سرعت به محرک‌های محیطی و هم‌چنین هورمون‌های گیاهی پاسخ دهند. آبسیزیک اسید می‌تواند آنیون‌ها و پتاسیم را از طریق کانال‌های یونی غشای پلاسمایی سلول‌های نگهبان رها کند و باعث کاهش فشار تورژسانس این سلول‌ها و بسته شدن روزنه‌های گیاه شود (Nambara & Marion-Poll, 2005). این بررسی، نتایجی منطبق با این موضوع داشت. کاهش هدایت روزنه‌ای، تعرق، هدایت مزوفیلی و در نهایت کاهش سرعت فتوسنتز گیاه ،نتایجی بود که در اثر استفاده از آبسیزیک اسید به‌دست آمد.

در این مطالعه، اثر سطوح مختلف رطوبتی، کاربرد هورمون آبسیزیک اسید و اثر متقابل این دو بر عملکرد دانه بادرشبو معنی‌دار (P < 0.01) بود (جدول 2). در شرایط بدون کاربرد آبسیزیک اسید، بیشترین میزان عملکرد بذر (3/125 گرم بر مترمربع) از گیاهان رشد یافته در شرایط آبیاری مطلوب به دست آمد (شکل 5) که به‌ترتیب 7/19و 02/31 درصد بالاتر از عملکرد دانه در شرایط تنش خشکی ملایم و شدید بود. تنش خشکی، رشد و عملکرد گیاهان را در تمام مراحل رشدی تحت تأثیر قرار می‌دهد. اثر خشکی بر عملکرد دانه، حاصل تأثیر آن بر مراحل رویشی و زایشی گیاه است. در این ‌بین، مرحله زایشی و گل‌دهی گیاه از بیشترین حساسیت به خشکی برخوردار است. بنابراین شدت و مدت ‌زمان تنش خشکی در این مرحله از نمو گیاه، بیشترین تأثیر را در عملکرد دانه خواهد داشت (Barnabás et al., 2008). به‌نظر می‌رسد که دلیل اصلی کاهش عملکرد دانه در شرایط تنش خشکی، کاهش قدرت منبع به دلیل کاهش سرعت فتوسنتز و تسریع پیری برگ‌ها باشد (Ritchie et al., 1990). از طرفی خشکی می‌تواند از طریق محدود کردن تأمین اسیمیلات‌ها برای دانه‌های در حال تشکیل، موجب تولید دانه‌های کوچک‌تر شود و عملکرد پایین‌تری را ایجاد کند (Frederick et al., 1991).

همان‌طور که در شکل 5 نشان داده شده استکاربرد آبسیزیک اسید به‌صورت کاملاً مشخصی باعث کاهش عملکرد دانه گیاه در هر سه وضعیت رطوبتی شد و با افزایش غلظت آبسیزیک اسید، روندی کاهشی در عملکرد دانه گیاه مشاهده شد (شکل 5). در تمام رژیم‌های رطوبتی مورد مطالعه، بیشترین و کمترین عملکرد دانه به‌ترتیب از تیمار شاهد و تیمار 40 میکرومولار آبسیزیک اسید به‌دست آمد (شکل 5). مطالعات مربوط به بررسی کاربرد آبسیزیک اسید بر گیاه نشان داده است که تقسیم سلولی و فرآیندهای مربوط به رشد و توسعه گیاه در شرایط مطلوب آبی، پاسخ‌هایی مشابه با شرایط تنش خشکی در بردارد. بنابراین آبسیزیک اسید با القای شرایط تنش موجب، کاهش دانه‌بندی و توسعه دانه‌ها و در نهایت کاهش عملکرد دانه می‌شود (Mambelli & Setter, 1998; Myers et al., 1990). کاهش عملکرد دانه ذرت تحت تیمار آبسیزیک اسید گزارش شده است
 (Trivedi et al., 2018).

شکل 5- مقایسه میانگین عملکرد دانه بادرشبو در پاسخ به آبسیزیک اسید در رژیم‌های مختلف رطوبتی. نتایج میانگین سه عدد است و میانگین‌های دارای حروف مشابه، تفاوت معنی‌داری در سطح احتمال پنج درصد ندارند.

Figure 5. Mean comparisons of dragonhead seed yield in response to abscisic acid under different moisture regimes.

نتیجه‌گیری کلی

سرعت فتوسنتز در شرایط تنش خشکی تحت تأثیر عوامل روزنه‌ای و غیرروزنه‌ای قرار می‌گیرد. در این مطالعه نشان داده شد  که سرعت فتوسنتز گیاه و برخی پارامترهای مربوط به تبادلات گازی از جمله هدایت روزنه‌ای و مزوفیلی، در شرایط بدون کاربرد آبسیزیک اسید کاهش یافت. بسته شدن روزنه‌های گیاه و به ‌تبع آن کاهش هدایت روزنه‌ای، از اولین پاسخ‌های فیزیولوژیک گیاه به تنش خشکی است که مستقیماً باعث کاهش فتوسنتز می‌شود. از طرفی، محتوای کلروفیل گیاه به‌عنوان رنگدانه اصلی فتوسنتزی اندازه‌گیری شد. محتوای کلروفیل گیاه به‌عنوان یکی از اجزای مؤثر در هدایت مزوفیلی در نظر گرفته می‌شود. در این مطالعه، بدون کاربرد هورمون آبسیزیک اسید، تنش خشکی باعث کاهش محتوای کلروفیل کل شد. بنابراین مجموعه‌ای از عوامل روزنه‌ای و غیرروزنه‌ای باعث کاهش سرعت فتوسنتز در شرایط تنش خشکی شد. هم‌چنین در گیاهان تیمار شده با آبسیزیک اسید، روندی مشابه‌ با تنش خشکی مشاهده شد و آبسیزیک اسید با کاهش هدایت روزنه‌ای و مزوفیلی، سرعت فتوسنتز گیاه را کاهش داد. حتی در شرایط آبیاری مطلوب، آبسیزیک اسید با القای شرایط خشکی، باعث کاهش هدایت روزنه‌ای و  مزوفیلی و نیز سرعت فتوسنتز خالص گیاه نسبت به شرایط عدم کاربرد آن شد. با افزایش غلظت آبسیزیک اسید، تبادلات گازی گیاه با یک روند نزولی کاهش یافت. از آن‌جا ‌که بادرشبو، گیاهی معطر و آروماتیک است، محتوای فنول کل گیاه اندازه‌گیری شد. در شرایط بدون کاربرد آبسیزیک اسید، اعمال تنش‌های خشکی ملایم و شدید، باعث افزایش محتوای فنول کل گیاه در مقایسه با شرایط آبیاری مطلوب شد. در شرایط آبیاری مطلوب، گیاه پاسخ مثبتی به کاربرد آبسیزیک اسید نشان نداد، اما در شرایط تنش خشکی ملایم و شدید، با افزایش غلظت آبسیزیک اسید، روندی افزایشی در محتوای فنول کل گیاه مشاهده شد. بالاترین میزان فنول کل گیاه در این آزمایش در غلظت 20 میکرومولار آبسیزیک اسید و در شرایط تنش خشکی ملایم به‌دست آمد؛ بنابراین به‌نظر می‌رسد که با مدیریت آبیاری و اعمال تنش ملایم در کشت بادرشبو و نیز کاربرد آبسیزیک اسید بتوان میزان ماده مؤثره این گیاه را افزایش داد. با توجه به این‌که بادرشبو گیاه دارویی مهم به‌خصوص در نواحی غرب و شمال غربی کشور است و نیز بذر آن ارزش اقتصادی بالایی دارد، عملکرد دانه بادرشبو نیز مورد بررسی قرار گرفت. تنش خشکی شدید و ملایم در شرایط بدون کاربرد آبسیزیک اسید، باعث کاهش معنی‌دار عملکرد دانه شد. همچنین عملکرد دانه در هر سه شرایط رطوبتی با کاربرد آبسیزیک اسید به‌صورت نزولی کاهش یافت. این کاهش در عملکرد دانه بر اثر تنش خشکی و کاربرد آبسیزیک اسید، کاملاً منطبق با کاهش سرعت فتوسنتز گیاه است که در اثر تنش خشکی و آبسیزیک اسید رخ داد.

REFERENCES

1. Amjad, M., Akhtar, J., Anwar-ul-Haq, M., Yang, A., Akhtar, S. S. & Jacobsen, S. E. (2014). Integrating role of ethylene and ABA in tomato plants adaptation to salt stress. Scientia Horticulturae, 172, 109-116.
2. Arnon, D. I. (1949). Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenoloxidase in Beta vulgaris. Plant Physiology, 24, 1-15.
3. Asensi, M., Ortega, A., Mena, S., Feddi, F. & Estrela, J. M. (2011). Natural polyphenols in cancer therapy. Critical Reviews in Clinical Laboratory Sciences, 48, 197-216.
4. Azhar, N., Hussain, B., Ashraf, M. Y. & Abbasi, K. Y. (2011). Water stress mediated changes in growth, physiology and secondary metabolites of desi ajwain (Trachyspermum ammi ). Pakistan Journal of Botany, 43, 15-19.
5. Barickman, T. C., Kopsell, D. A. & Sams, C. E. (2014). Abscisic acid increases carotenoid and chlorophyll concentrations in leaves and fruit of two tomato genotypes. Journal of the American Society for Horticultural Science, 139, 261-266.
6. Barnabás, B., Jäger, K. & Fehér, A. (2008). The effect of drought and heat stress on reproductive processes in cereals. Plant, Cell & Environment, 31, 11-38.
7. Brglez Mojzer, E., Knez Hrnčič, M., Škerget, M., Knez, Ž. & Bren, U. (2016). Polyphenols: extraction methods, antioxidative action, bioavailability and anticarcinogenic effects. Molecules, 21, 901-909.
8. Cai, S., Chen, G., Wang, Y., Huang, Y., Marchant, D. B., Wang, Y. & Franks, P. J. (2017). Evolutionary conservation of ABA signaling for stomatal closure. Plant Physiology, 174, 732-747.
9. Carmo-Silva, E., Andralojc, P. J., Scales, J. C., Driever, S. M., Mead, A., Lawson, T. & Parry, M. A. (2017). Phenotyping of field-grown wheat in the UK highlights contribution of light response of photosynthesis and flag leaf longevity to grain yield. Journal of Experimental Botany, 68, 3473-3486.
10. Cazzonelli, C. I. (2011). Carotenoids in nature: insights from plants and beyond. Functional Plant Biology, 38, 833-847.
11. Chen, Y. T. & Lin, K.W. (2007). Effects of heating temperature on the total phenolic compound, antioxidative ability and the stability of dioscorin of various yam cultivars. Food Chemistry, 101, 955-963.
12. Chen, Y., Guo, Q., Liu, L., Liao, L. & Zhu, Z. (2011). Influence of fertilization and drought stress on the growth and production of secondary metabolites in Prunella vulgaris Journal of Medicinal Plants Research, 5, 1749-1755.
13. Cruz, d. C. & Maria, H. (2008). Drought stress and reactive oxygen species: production, scavenging and signaling. Plant Signaling & Behavior, 3, 156-165.
14. Dai, J. & Mumper, R. J. (2010). Plant phenolics: extraction, analysis and their antioxidant and anticancer properties. Molecules, 15, 7313-7352.
15. Dastmalchi, K., Dorman, H. D., Laakso, I. & Hiltunen, R. (2007). Chemical composition and antioxidative activity of Moldavian balm (Dracocephalum moldavica ) extracts. LWT-Food Science and Technology, 40, 1655-1663.
16. Dmitruk, M. & Weryszko-Chmielewska, E. (2010). Morphological differentiation and distribution of non-glandular and glandular trichomes on Dracocephalum moldavicum shoots. Acta Agrobotanica, 63, 11-22.
17. Duan, B., Yang, Y., Lu, Y., Korpelainen, H., Berninger, F. & Li, C. (2007). Interactions between water deficit, ABA, and provenances in Picea asperata. Journal of Experimental Botany, 58, 3025-3036.
18. Earl, H. J. (2002). Stomatal and non-stomatal restrictions to carbon assimilation in soybean (Glycine max) lines differing in water use efficiency. Environmental and Experimental Botany, 48, 237-246.
19. Erice, G., Louahlia, S., Irigoyen, J. J., Sánchez-Díaz, M., Alami, I. T. & Avice, J.C. (2011). Water use efficiency, transpiration and net CO₂ exchange of four alfalfa genotypes submitted to progressive drought and subsequent recovery. Environmental and Experimental Botany, 72, 123-130.
20. Fan, L., Zheng, S. & Wang, X. (1997). Antisense suppression of phospholipase D alpha retards abscisic acid-and ethylene-promoted senescence of postharvest Arabidopsis leaves. The Plant Cell, 9, 2183-2196.
21. Flexas, J., Ribas‐Carbó, M., Diaz‐Espejo, A., GalmES, J. & Medrano, H. (2008). Mesophyll conductance to CO₂: current knowledge and future prospects. Plant, Cell & Environment, 31, 602-621.
22. Frederick, J., Woolley, J., Hesketh, J. & Peters, D. (1991). Seed yield and agronomic traits of old and modern soybean cultivars under irrigation and soil water-deficit. Field Crops Research, 27, 71-82.
23. Frommhold, I. (1989). Chlorophyll degradation: Effects of different concentrations of abscisic acid in barley leaf segments. Biochemie und Physiologie der Pflanzen, 184, 329-331.
24. Gharibi, S., Tabatabaei, B. E. S., Saeidi, G. & Goli, S. A. H. (2016). Effect of drought stress on total phenolic, lipid peroxidation, and antioxidant activity of Achillea species. Applied Biochemistry and Biotechnology, 178, 796-809.
25. Gu, S., Kaigas, K., Kaigas, M., Du, G., Jacobs, S. & Wample, R. (2008). Efficacy of ABA application to enhance wine color of Cabernet Sauvignon in a warmer growing region. American Journal of Enology and Viticulture, 19, 23-30.
26. Guo, P. & Li, M. (1996). Studies on photosynthetic characteristics in rice hybrid progenies and their parents I. chlorophyll content, chlorophyll-protein complex and chlorophyll fluorescence kinetics. Journal of Tropical and Subtropical Botany, 4, 60-65.
27. Havaux, M. & Niyogi, K. K. (1999). The violaxanthin cycle protects plants from photooxidative damage by more than one mechanism. Proceedings of the National Academy of Sciences, 96, 8762-8767.
28. Hodaei, M., Rahimmalek, M., Arzani, A. & Talebi, M. (2018). The effect of water stress on phytochemical accumulation, bioactive compounds and expression of key genes involved in flavonoid biosynthesis in Chrysanthemum morifolium Industrial Crops and Products, 120, 295-304.
29. Horton, P., Ruban, A. & Walters, R. (1996). Regulation of light harvesting in green plants. Annual Review of Plant Biology, 47, 655-684.
30. Hosy, E., Vavasseur, A., Mouline, K., Dreyer, I., Gaymard, F., Porée, F. & Véry, A. A. (2003). The Arabidopsis outward K⁺ channel GORK is involved in regulation of stomatal movements and plant transpiration. Proceedings of the National Academy of Sciences, 100, 5549-5554.
31. Hussein, M., Kassab, O. & Ellil, A. (2008). Evaluating water stress influence on growth and photosynthetic pigments of two sugar beet varieties. Research Journal of Agriculture and Biological Sciences, 4, 936-941.
32. Ibrahim, M. H. & Jaafar, H. Z. (2013). Abscisic acid induced changes in production of primary and secondary metabolites, photosynthetic capacity, antioxidant capability, antioxidant enzymes and lipoxygenase inhibitory activity of Orthosiphon stamineus Molecules, 18, 7957-7976.
33. Idhan, A., Nadir, M. & Kadir, M. (2018). Paddy Chlorophyll Concentrations in Drought Stress Condition and Endophytic Fungi Application. Paper presented at the IOP Conference Series: Earth and Environmental Science.
34. Jaleel, C. A., Manivannan, P., Wahid, A., Farooq, M., Al-Juburi, H. J., Somasundaram, R. & Panneerselvam, R. (2009). Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments composition. International Journal of Agriculture and Biology, 11, 100-105.
35. Jha, S. & Srivastava, R. (2018). Impact of drought on vegetation carbon storage in arid and semi-arid regions. Remote Sensing Applications: Society and Environment, 11, 22-29.
36. Król, A., Amarowicz, R. & Weidner, S. (2015). The effects of cold stress on the phenolic compounds and antioxidant capacity of grapevine (Vitis vinifera ) leaves. Journal of Plant Physiology, 189, 97-104.
37. Ksouri, R., Megdiche, W., Debez, A., Falleh, H., Grignon, C. & Abdelly, C. (2007). Salinity effects on polyphenol content and antioxidant activities in leaves of the halophyte Cakile maritima. Plant Physiology and Biochemistry, 45, 244-249.
38. Lawlor, D. (1995). The effects of water deficit on photosynthesis. Environment and Plant Metabolism., 25, 129-160.
39. Li, Z., Zhao, X., Sandhu, A. K. & Gu, L. (2010). Effects of exogenous abscisic acid on yield, antioxidant capacities, and phytochemical contents of greenhouse grown lettuces. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 58, 6503-6509.
40. Lv, A., Fan, N., Xie, J., Yuan, S., An, Y. & Zhou, P. (2017). Expression of CdDHN4, a novel YSK2-type Dehydrin gene from Bermudagrass, responses to drought stress through the ABA-dependent signal pathway. Frontiers in Plant Science, 8, 748-755.
41. Ma, P., Liu, J., Zhang, C. & Liang, Z. (2013). Regulation of water-soluble phenolic acid biosynthesis in Salvia miltiorrhiza Applied Biochemistry and Biotechnology, 170, 1253-1262.
42. Mambelli, S. & Setter, T. L. (1998). Inhibition of maize endosperm cell division and endoreduplication by exogenously applied abscisic acid. Physiologia Plantarum, 104, 266-272.
43. Martinez, V., Mestre, T. C., Rubio, F., Girones-Vilaplana, A., Moreno, D. A., Mittler, R. & Rivero, R. M. (2016). Accumulation of flavonols over hydroxycinnamic acids favors oxidative damage protection under abiotic stress. Frontiers in Plant Science, 7, 838-844.
44. Mathobo, R., Marais, D. & Steyn, J. M. (2017). The effect of drought stress on yield, leaf gaseous exchange and chlorophyll fluorescence of dry beans (Phaseolus vulgaris). Agricultural Water Management, 180, 118-125.
45. Meda, A., Lamien, C. E., Romito, M., Millogo, J. & Nacoulma, O. G. (2005). Determination of the total phenolic, flavonoid and proline contents in Burkina Fasan honey, as well as their radical scavenging activity. Food Chemistry, 91, 571-577.
46. Morgun, V., Stasik, O., Kiriziy, D. & Sokolovska-Sergiienko, O. (2019). Effect of drought on photosynthetic apparatus, activity of antioxidant enzymes, and productivity of modern winter wheat varieties. Regulatory Mechanisms in Biosystems, 10, 32-46.
47. Murcia, G., Fontana, A., Pontin, M., Baraldi, R., Bertazza, G. & Piccoli, P. N. (2017). ABA and GA3 regulate the synthesis of primary and secondary metabolites related to alleviation from biotic and abiotic stresses in grapevine. Phytochemistry, 135, 34-52.
48. Myers, P. N., Setter, T. L., Madison, J. T. & Thompson, J. F. (1990). Abscisic acid inhibition of endosperm cell division in cultured maize kernels. Plant Physiology, 94, 1330-1336.
49. Nambara, E. & Marion-Poll, A. (2005). Abscisic acid biosynthesis and catabolism. Annual Review of Plant Biology, 56, 165-185.
50. Pospíšilová, J., Synková, H., Haisel, D. & Baťková, P. (2009). Effect of abscisic acid on photosynthetic parameters during ex vitro transfer of micropropagated tobacco plantlets. Biologia Plantarum, 53, 11-20.
51. Radácsi, P., Szabo, K., Szabo, D., Trócsányi, E. & Nemeth-Zambori, E. (2016). Effect of water deficit on yield and quality of lemon balm (Melissa officinalis). Zemdirbyste-Agriculture, 103, 85-94.
52. Rebey, I. B., Jabri-Karoui, I., Hamrouni-Sellami, I., Bourgou, S., Limam, F. & Marzouk, B. (2012). Effect of drought on the biochemical composition and antioxidant activities of cumin (Cuminum cyminum ) seeds. Industrial Crops and Products, 36, 238-245.
53. Rechinger, K. H. (1999). Flora iranica, Vol. 175. Papilionaceae IV, Astragalus II (Vol. 150). Graz, Austria: Akademische Druck Verlagsantalt.
54. Reddy, A. R., Chaitanya, K. V. & Vivekanandan, M. (2004). Drought-induced responses of photosynthesis and antioxidant metabolism in higher plants. Journal of Plant Physiology, 161, 1189-1202.
55. Ritchie, S. W., Nguyen, H. T. & Holaday, A. S. (1990). Leaf water content and gas-exchange parameters of two wheat genotypes differing in drought resistance. Crop Science, 30, 105-111.
56. Sharma, P., Jha, A. B., Dubey, R. S. & Pessarakli, M. (2012). Reactive oxygen species, oxidative damage, and antioxidative defense mechanism in plants under stressful conditions. Journal of Botany, 20, 12-21.
57. Shen, L., Ren, J., Jin, W., Wang, R., Ni, C., Tong, M. & Yang, D. (2016). Role of NO signal in ABA-induced phenolic acids accumulation in Salvia miltiorrhiza hairy roots. Shengwu Gongcheng Xuebao/Chinese Journal of Biotechnology, 32, 222-230.
58. Shepherd, A., McGinn, S. & Wyseure, G. (2002). Simulation of the effect of water shortage on the yields of winter wheat in North-East England. Ecological Modelling, 147, 41-52.
59. Shi, L., Wang, Z. & Kim, W. S. (2019). Effect of drought stress on shoot growth and physiological response in the cut rose ‘charming black’at different developmental stages. Horticulture, Environment, and Biotechnology, 60, 1-8.
60. Silva, E. N., Silveira, J. A. G., Ribeiro, R. V., Oliveira, J. Ê. & Cardoso, R. A. (2017). Photosynthetic and Antioxidant Responses of Jatropha curcas Plants to Heat Stress: On the Relative Sensitivity of Shoots and Roots. Journal of Plant Growth Regulation, 37, 255–265.
61. Singh, K., Kumar, S., Rani, A., Gulati, A. & Ahuja, P. S. (2009). Phenylalanine ammonia-lyase (PAL) and cinnamate 4-hydroxylase (C4H) and catechins (flavan-3-ols) accumulation in tea. Functional & Integrative Genomics, 9, 125-129.
62. Singh, S. K. & Reddy, K. R. (2011). Regulation of photosynthesis, fluorescence, stomatal conductance and water-use efficiency of cowpea (Vigna unguiculata [L.] Walp.) under drought. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 105, 40-50.
63. Trivedi, K., Anand, K. V., Vaghela, P. & Ghosh, A. (2018). Differential growth, yield and biochemical responses of maize to the exogenous application of Kappaphycus alvarezii seaweed extract, at grain-filling stage under normal and drought conditions. Algal Research, 35, 236-244.
64. Van der Weijde, T., Huxley, L. M., Hawkins, S., Sembiring, E. H., Farrar, K., Dolstra, O. & Trindade, L. M. (2017). Impact of drought stress on growth and quality of miscanthus for biofuel production. GCB Bioenergy, 9, 770-782.
65. Verma, N. & Shukla, S. (2015). Impact of various factors responsible for fluctuation in plant secondary metabolites. Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, 2, 105-113.
66. Viger, M., Smith, H. K., Cohen, D., Dewoody, J., Trewin, H., Steenackers, M. & Taylor, G. (2016). Adaptive mechanisms and genomic plasticity for drought tolerance identified in European black poplar (Populus nigra ). Tree Physiology, 36, 909-928.
67. Vishwakarma, K., Upadhyay, N., Kumar, N., Yadav, G., Singh, J., Mishra, R. K. & Pandey, M. (2017). Abscisic acid signaling and abiotic stress tolerance in plants: a review on current knowledge and future prospects. Frontiers in plant science, 8, 161-172.
68. Wang, W. H., Yi, X. Q., Han, A. D., Liu, T. W., Chen, J., Wu, F. H. & Zheng, H. L. (2011). Calcium-sensing receptor regulates stomatal closure through hydrogen peroxide and nitric oxide in response to extracellular calcium in Arabidopsis. Journal of Experimental Botany, 63, 177-190.
69. Wang, X. M., Yang, B., Ren, C. G., Wang, H. W., Wang, J. Y. & Dai, C. C. (2015). Involvement of abscisic acid and salicylic acid in signal cascade regulating bacterial endophyte‐induced volatile oil biosynthesis in plantlets of Atractylodes lancea. Physiologia Plantarum, 153, 30-42.
70. Zhang, J., Jia, W., Yang, J. & Ismail, A. M. (2006). Role of ABA in integrating plant responses to drought and salt stresses. Field Crops Research, 97, 111-119.

[1] Folin–Ciocalteu