سامانه پشتیبانی خدمات اطلاعات

  اخبار و اعلانات

 آمار

تعداد نشریات161
تعداد شماره‌ها6,479
تعداد مقالات70,032
تعداد مشاهده مقاله122,985,153
تعداد دریافت فایل اصل مقاله96,216,747
محمودی میمند, بدر السادات, صابری ریسه, روح اله, مرادی, محمد, علایی, حسین, محمدی, امیر حسین. (1395). تأثیر ناهمسازی برخی سویه‌های باکتری Pseudomonas fluorescens بر القای پاسخ دفاعی گیاه پسته علیه پوسیدگی فیتوفترایی طوقه و ریشه. , 47(1), 93-105. doi: 10.22059/ijpps.2016.59293
بدر السادات محمودی میمند; روح اله صابری ریسه; محمد مرادی; حسین علایی; امیر حسین محمدی. "تأثیر ناهمسازی برخی سویه‌های باکتری Pseudomonas fluorescens بر القای پاسخ دفاعی گیاه پسته علیه پوسیدگی فیتوفترایی طوقه و ریشه". , 47, 1, 1395, 93-105. doi: 10.22059/ijpps.2016.59293
محمودی میمند, بدر السادات, صابری ریسه, روح اله, مرادی, محمد, علایی, حسین, محمدی, امیر حسین. (1395). 'تأثیر ناهمسازی برخی سویه‌های باکتری Pseudomonas fluorescens بر القای پاسخ دفاعی گیاه پسته علیه پوسیدگی فیتوفترایی طوقه و ریشه', , 47(1), pp. 93-105. doi: 10.22059/ijpps.2016.59293
محمودی میمند, بدر السادات, صابری ریسه, روح اله, مرادی, محمد, علایی, حسین, محمدی, امیر حسین. تأثیر ناهمسازی برخی سویه‌های باکتری Pseudomonas fluorescens بر القای پاسخ دفاعی گیاه پسته علیه پوسیدگی فیتوفترایی طوقه و ریشه. , 1395; 47(1): 93-105. doi: 10.22059/ijpps.2016.59293

تأثیر ناهمسازی برخی سویه‌های باکتری Pseudomonas fluorescens بر القای پاسخ دفاعی گیاه پسته علیه پوسیدگی فیتوفترایی طوقه و ریشه

دانش گیاهپزشکی ایران
مقاله 9، دوره 47، شماره 1، خرداد 1395، صفحه 93-105    اصل مقاله (896.4 K)
نوع مقاله: مقاله پژوهشی
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22059/ijpps.2016.59293
نویسندگان
بدر السادات محمودی میمند1؛ روح اله صابری ریسه* 1؛ محمد مرادی2؛ حسین علایی1؛ امیر حسین محمدی2
1دانشکدۀ کشاورزی، دانشگاه ولی‌عصر(عج)، رفسنجان، ایران
2پژوهشکدۀ پسته، مؤسسۀ تحقیقات علوم باغبانی، سازمان تحقیقات آموزش و ترویج کشاورزی، رفسنجان، ایران
چکیده
تأثیر ناهمسازی (آنتاگونیستی) سی سویۀ باکتری Pseudomonas fluorescens جداسازی‌شده از خاک‌های مناطق مختلف روی Phytophthora drechsleri عامل انگومک (گموز) پسته در شرایط آزمایشگاهی و گلخانه‌ای بررسی شد. در آزمایشگاه، برای ارزیابی توان بیوکنترلی سویه‌ها از آزمون کشت متقابل و متابولیت‌های فرار استفاده شد. در آزمون کشت متقابل سویۀ T17-4 با 904/61 درصد و در آزمون متابولیت‌های فرار سویۀ VUPF760 با 87/57 سبب بیشترین میزان کاهش رشد در بیمارگر شدند. در گلخانه، سویه‌های VUPF760 و VUPF506 به­ترتیب با 75/68 و 66/16 درصد بیشترین و کمترین تأثیر را در کاهش شدت بیماریزایی داشتند. در قسمت دوم آزمایش توانایی سویه‌های منتخب آزمایشگاهی به‌عنوان فعال‌کنندۀ سازوکار دفاعی گیاه پسته علیه بیماری فیتوفتورایی بررسی شد. میزان تغییرپذیری برخی ترکیب‌های دفاعی گیاهی از جمله آنزیم پراکسیداز، پلی‌فنل اکسیداز، فنیل آلانین آمونیالیاز و همچنین میزان فنل کل در روزهای 3، 6، 12 و 24 پس از مایه‌زنی اندازه‌گیری شد. نتایج نشان داد که سویه‌های باکتری فعالیت آنزیم‌های بالا و همچنین ترکیب‌های فنلی را در نهال‌های آلودۀ تیمارشده با عامل ناهمساز (آنتاگونیست) افزایش داد که این افزایش در روز ششم پس از مایه‌زنی، به بیشترین میزان خود رسید. سویه‌های باکتری توانایی متفاوتی در روند افزایشی آنزیم پراکسیداز، پلی‌فنل اکسیداز، فنیل آلانین آمونیالیاز و همچنین میزان فنل کل داشته به‌طوری‌که سویۀ VUPF760 بیشترین و سویۀ VUPF506 کمترین تأثیر را نشان دادند.
کلیدواژه‌ها
انگومک؛ فعالیت آنتی‌اکسیدانی؛ کنترل بیولوژیک؛ مقاومت القایی
عنوان مقاله [English]
Induction of plant defense response against Phytophthora crown and root rot in pistachio by Pseudomonas fluorescens strains
نویسندگان [English]
Badrosadat Mahmudi mimand1؛ Roholah Saberi-Riseh1؛ Mohamad Moradi2؛ Hossein Alaei1؛ Amir hossein Mohamadi2
1Department of Plant Protection, Faculty of Agriculture, Vali-e-Asr, University of Rafsanjan, Rafsanjan, Iran
2Pistachio Research Center, Horticultural Science Research Institute, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Rafsanjan, Iran
چکیده [English]
Activities of thirty bacterial strains obtained from plants rhizosphere in different areas against Phytophthora drechsleri were assessed through in vitro and greenhouse experiments. Dual culture and extracellular metabolites tests were used in in vitro assays. The bacterial strains inhibited growth of P. drechsleri, the highest inhibition zones was belonged to T17-4 strain with 61.904% in dual culture and VUPF760 strain with 57.87% in cell free metabolites tests. The highest and lowest reduction rates of disease severity were belonged to VUPF760 and VUPF506 with 68.75 and 16.66%, respectively. In the second section of the study, the ability of bacterial strains to induce peroxidase, polyphenol oxidase, phenylalanine ammonia lyase and phenolic compounds in pistachio seedling was investigated 3, 6, 12 and 24 days after inoculation. Bacterial strains increased enzyme activities that reached the maximum levels 6 days after inoculation with pathogen. The highest level of phenolic compounds was observed at 6 days after pathogen inoculation in treatments of bacterial strains and Ph. drechsleri compared with control. Induction of resistance in plants even 24 days after post-treatment with bacterial strains was effective for induction of more durable resistance compared to other activators of plant defense system. The ability of bacterial strains to increase enzymes activities and levels of phenolic compounds may be some of the mechanisms responsible for their biocontrol activities. VUPF760 strain showed the highest increase enzymes activities and levels of phenolic compounds.
کلیدواژه‌ها [English]
Antioxidant activity, biological control, Gummosis, induce resistance
مراجع
  1. Abdul Jaleel, C., Riadh, K., Gopi, R., Manivannan, P., Ines, J., Al-Juburi, H.J., Chang-Xing, Z., Hong-Bo, S. & Panneerselvam, R. (2009). Antioxidant defense responses: physiological plasticity in higher plants under abiotic constrains. Acta Physiologiae Plantarum, 31, 427-436.
  2. Albert, F. & Anderson, A. J. (1987). The effect of Pseudomonas putida colonization on root surface peroxidase. Plant Physiolo, 85, 535-541.
  3. Audenaert, K., Pattery, T., Cornelis, P. & Hofte, M. (2002). Induction of systemic resistance to Botrytis cinerea in tomato by Pseudomonas aeruginosa 7NSK2: Role of salicylic acid, pyochelin, and pyocyanin. Molecular Plant-Microbe Interactions, 15, 1147-1156.
  4. Banihashemi, Z. (1995). Identification of Phytophthora species associated with pistachio gummosis in Iran. Acta Horticultural, 419, 349-352.
  5. Bhattacharjee, S. (2005). Reactive oxygen species and oxidative burst: Roles in stress, senescence and signal transduction in plants. Current Science, 98(7), 1113-1121.
  6. Bradford, M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72, 248-254.
  7. Chen, C., Belanger, R.R., Beha, A.N. & Paullitz, T.C. (2000). Defense enzymes induced in cucumber roots by treatment with plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR) and Pythium aphanidermatum. Journal of Plant Pathology, 56, 13-23.
  8. Chittoor, J. M., Leach, J.E. & White, F.F. (1999) Pathogenesis related proteins in plants, 171-193. CRC Press, London.
  9. Duncan, L.W. & Ferris, H. (1983). Validation of a model for prediction of host damage by two nematode species. Journal of Nematology, 15(2), 227-234.
  10. Elad, Y. & Chet, I. (1987). Possible role of competition for nutrients in biocontrol of Pythium damping-off by bacteria. Phytopathology, 77, 190-195.
  11. Flott, B.E., Moerschbacher, B.M. & Resener, H. (1989) Peroxidase isoenzyme patterns of resistant and susceptible wheat leaves following stem rust infection. New Phytologist, 111, 413-421.
  12. Fravel, D.R. (1988). Role of antibiosis in the biocontrol of plant disease. Annual Review. Phytopathology, 26, 75-91.
  13. Fujita, S., Saari, N.B., Maegawa, M., Tetsuka, T., Hayashi, N. & Tono, T. (1995). Purification and properties of polyphenol oxidase from cabbage (Brassica oleraceae L.). Journal of Agriculture and Food Chemistry, 43(5), 1138-1142.
  14. Gorlach, J., Volrath, S., Knoauf -Better, G., Hgngy, G., Beckhove, U., Kogel, K., Oostendort, M., Staub, T., Ward, E., Kessmann, H. & Ryals, J. (1996). Benzothiadiazole, a novel class inducers of systemic acquired resistance, activated gene expression and disease resistance in wheat. Plant Cell, 8, 629- 643.
  15. Hammerschmidt, R. & Kuc, J. (1982). Lignification as a mechanism for induced systemic resistance in cucumber. Physiological Plant Pathology, 20, 61-69.
  16. Holmes, K.A. & Benson, D.M. (1994). Evaluation of Phytophthora parasitica var. nicotianae for biocontrol of Phytophthora parasitica on Catharanthus roseus. Plant Disease, 78(2), 193-199.
  17. Honty, K., Hevesi, M., Toth, M. & Stefanovits-Banyai, E. (2005). Some biochemical changes in pear fruit tissue induced by Erwinia amylovora. In: Proceedings of the 8th Hungarian Congress on Plant Physiology and the 6th Hungarian Conference on Photosynthesis. Acta Biologica Szegediensis, 49, 127-129.
  18. Hsu, S.Y. & Kao, C.H. (2003). Differential effect of sorbitol and polyethylene glycol and antioxidant enzymes in rice leaves. Plant Growth Regulation, 39, 83-90.
  19. Kamilova, F., Validov, S., Azarova, T., Mulders, I. & Lugtenberg, B. (2005). Enrichment for enhanced competitive plant root tip colonizers selects for a new class of biocontrol bacteria. Environmental microbiology, 7, 1809-1817.
  20. Kim, D. S., Cook, R. J. & Weller, D. M. (1997). Bacillus sp. L324-92 for biological control of three root diseases of wheat grown with reduced tillage. Phytopathology, 87, 551-558.
  21. Kishore, GK., Pande, S. & Podile, R. (2006). Pseudomonas aeruginosa GSE 18 inhibits the cell wall degrading enzymes of Aspergillus niger and activates defence- related enzymes of groundnut in control of collar rot disease. Australasian Plant Pathology, 35, 259-263.
  22. MacAdam, J.W., Sharp, R.E. & Nelson, C.J. (1992). Peroxidase activity in the leaf elongation zone of tall fescue. II. Spatial distribution of apoplatic peroxidase activity in genotypes differing in length of the elongation zone. Plant Physiology, 99, 879-885
  23. Malamy, J., Carr, J. P., Klessig, D. F. & Raskin, L. (1990). Salicylic acid: a likely endogenous signal in the resistance response of tobacco to viral infection. Science,250, 1002-1004
  24. Mayer, A.M. (2006). Polyphenol oxidase in plants and fungi: going place A review. Phytochemicals, 67, 2318-2331.
  25. Mirabolfathy, M., Cooke, D. E. L. Duncan., J. M., Williams, N. A., Ershad, J. & Alizadeh, A. (2001). Phytophthora pistaciae sp. nov. and P. melonis the principal causes of pistachio gummosis in Iran. Mycological Research, 105, 1166-1175.
  26. Mohammadi, M. & Kazemi, H. (2002) Changes in peroxidase and polyphenol oxidase activities in susceptible and resistant wheat heads inoculated with Fusarium graminearum and induced resistance. Plant Science, 162, 491-498.
  27. Moradi, M. (1998). Isolation and identification of Phytophthora species from root and crown of pistachio in Kerman and Fars provinces and resistance determination of root and crown among current pistachio cultivars. M.Sc. dissertation, Faculty of Agriculture, Shiraz University, Iran. (in Farsi)
  28. Nandakumar, R., Babu, S., Wiswanathan, R., Raguchander, T. & Samiyappan, R. (2001). Induction of systemic resistance in rice against sheath blight disease by P. fluorescens. Soil Biology and Biochemistry, 33, 603-612.
  29. Narmadhavathy, S., Vanitha, S., Karthikeyan, G.,Raguchander, T. &Ramjegathesh, R. (2013).Induced systemic resistance and their implications in host resistance to physic nut against leaf blight disease. Molecular Microbiology Research ISSN, 1927-5595.
  30. Odjakova, M. & Hadjuvanova, C. (2001). The compelexity of pathogen defense in plants. Bulgarian Plant Physiology, 27, 101-109.
  31. Parida, A.K. & Das, A.B. (2005) Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Ecotoxicology and Environmental Safety, 60, 324-349.
  32. Piga, P., Belanger, R., Paulitzand, T.Z. & Benhanau, N. (1997). Increased resistance to Fusarium oxysporum f.sp. radicis-lycopersici in tomato plants treated with the endophytic bacterium Pseudomonas fluorescence, strain 63-28. Physiological and Molecular Plant Pathology, 50, 301-320.
  33. Raupach, G.S., Liu, L., Murphy, J.F., Tuzun, S. & Kloepper, J.W. (1996). Induced systemic resistance in cucumber and tomato against cucumber mosaic cucumovirus using plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR). Plant Disease, 80, 891-894.
  34. Reuveni, R. (1995). Biochemical marker for disease resistance, In: Singh, R. P., Singh, U.S. (Eds), Molecular Methods in Plant Pathology, CRC Press, Boca Raton, FL, 99-144.
  35. Roberts, M.A. (2002). Actinomycetes, biocontrol, questions and answers. Available on internet at: http://www.palouse.net/ibs/micro2.htm.
  36. Roland, S.F. & Laima, S.K. (1999). Phenolics and cold tolerance of Brassica napus. Plant Agriculture, 1, 1-5.
  37. Schlumbaum, A., Mauch, F., Vogeli, U. & Boller, T. (1986). Plant chitinases are potent inhibitors of fungal growth. Nature, 324, 365-367.
  38. Scott-Craig, J.S., Kerby, K.B., Stein, B.D. & Somerville, S.C. (1995). Expression of an extracellular peroxidase that is induced in barley (Hordeum vulgare) by the powdery mildew pathogen (Erysiphe graminis f.sp. hordei). Physiological and Molucular of Plant Pathology, 47, 407-418.
  39. Sticher, L., MauchMani, B. & Metraux, J.P. (1997). Systemic acquired resistance. Annual. Review. Phytopathology, 35, 235-270.
  40. Steiner, U. & Schönbeck, F. (1995). Induced disease resistance in monocots. In: R., Hammerschmidt and J., Kuc (Eds.), Induced resistance to disease in plants. Springer, 86-110.
  41. Tsuge, S., Ochiai, H., Inoue, Y., Ohu, T., Tsuno, K., Kaku, K. & Kubo, Y. (2004).phosphoglucose isomerase in pathogenicity of Xanthomonas oryzae pv. oryzae. Phytopathology, 94, 478-483.
  42. Van Loon, L.C., Bakker, P.A.H.M. & Pieterse, C.M.J. (1998). Systemic resistance induced by rhizosphere bacteria. Annuals Review of Phytopathology, 36, 453-483.
  43. Van Peer, R., Niemann, G.J. & Schippers, B. (1991). Induced resistance and Phytoalexin accumulation in biological control of Fusarium wilt of carnation by Pseudomonas sp. strain WCS 417r. Phytopathology, 81, 728-734.
  44. Zdor, R.E. & Anderson, A. J. (1992). Influence of root colonizing bacteria on the defense responses of bean. Plant and Soil, 140, 99-107.
  45. Zheng, H., Cui, C., Zhang, Y., Wang, D., Jing, Y. & Kim, K.Y. (2005). Active changes of lignifications-related enzymes in pepper response to Glomus intraradices and/or Phytophthora capasici. Journal of Zhejiang University Science, 6, 778-786.
آمار
تعداد مشاهده مقاله: 1,571
تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 1,525


سامانه مدیریت نشریات علمی. قدرت گرفته از سیناوب