بررسی توان خود‌بازیابی ژنوتیپ‌های حساس و متحمل آفتابگردان بعد از اعمال تنش خشکی

1. مقدمه

آفتابگردان از مهم­ترین گیاهان دانه روغنی با بیش از 50 درصد مصرف تغذیه­ای (رومیزی) می­باشد
(Fernandez et al., 2019). این گیاه با دارا بودن دوره رشد کوتاه، نیازِ کم به ‌آب و سازگاری به شرایط مختلف آب و هوایی و خاک، همچنین بالا بودن کیفیت روغن از مقبولیت بالا جهت کشت برخوردار بوده و سطح زیر کشت و عملکرد جهانی آن سال به سال رو به افزایش می­باشد (Darvishzadeh et al., 2011; Chakraborty et al., 2022). در ایران به­دلیل سرانه مصرف بالای روغن خوراکی و همچنین تولید ناکافی مواد اولیه برای کارخانجات روغن­کشی، بیش از 90 درصد روغن مورد نیاز کشور از طریق واردات تامین می­شود (Oilworld, 2021). گیاهان در شرایط طبیعی با تنش­های مختلفی مواجه هستند؛ این تنش­ها بر رشد، متابولیسم و عملکرد گیاهان از جمله آفتابگردان تأثیر منفی می­گذارند (Andrianasolo et al., 2016;
Zareei Siahbidi et al., 2022). تحت تنش خشکی، سلول­ها و بافت­ها به­علت عدم دسترسی کافی به آب، توانِ ایجاد و حفظ آماسیدگی (Turgor) کامل را ندارند (Levitt, 1980) که این منجر به اثرات سوء بر فعالیت­های فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی، رشد و توسعه و عملکرد گیاه می­شود (Seleiman et al., 2021; Ortiz et al., 2015). شدت و مدت تنش، مرحله رشدی، سن، گونه­ گیاهی و ژنوتیپ در توان پاسخ گیاه به تنش تأثیرگذار هستند (Gray & Brady, 2016). مکانیسم‌­های مختلفی جهت غلبه یا تعدیل اثرات تنش خشکی در گیاهان توسعه یافته­اند که می­توان به تجمع پروتئین کینازهای وابسته به میتوژن مانند دهیدرین­ها
 (Kosava et al., 2014)، پروتئین­های فراوان در اواخر جنین­زایی (Hincha et al., 2012)، آکواپورین­ها (Maurel, 2015)، پپتیدها و متابولیت­ها و افزایش فعالیت سیستم­های آنتی­اکسیدانی از قبیل آنزیم‌های جاروب­کننده رادیکال‌های آزاد (Rajput et al., 2021) اشاره کرد. در مطالعه­ای که روی ارقام متحمل و حساس به خشکی گندم انجام شد، واکنش‌های فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی و زراعی این ارقام طی تنش کمبود آب و بعد از رفعِ تنش مطالعه شد. نتایج نشان داد پس از آبیاری مجدد، پتانسیل آب برگ، پایداری غشا، فرآیندهای فتوسنتزی، تولید ROS، فعالیت­های ضد اکسیداتیو، پِراکسیداسیون لیپیدی و پتانسیل اسمزی در گیاهانی که تنش ملایم را تجربه کرده بودند، به­طور کامل بهبود یافت؛ ولی در گیاهانی که قبلاً تحت تنش شدید بودند، بهبود کامل حاصل نشد
 (Abid et al., 2018). در این مطالعه مشاهده شد بهبود سریع پس از آبیاری مجدد باعث کاهشِ کمترِ عملکرد در رقم متحمل نسبت به رقم حساس شد. این نتایج نشان داد که توانایی گیاه برای حفظ عملکرد در طول خشکسالی و بهبود سریع پس از آبیاری مجدد در طول دوره‌های رویشی برای تعیین بهره‌وری نهایی در گندم مهم است (Abid et al., 2018). در مطالعه­ای در ذرت مشخص شد مقادیر پارامترهای مربوط­به فتوسنتز (راندمان فتوسنتزی، مقادیر SPAD و فلورسانس کلروفیل) در گیاهانی که تحت تنش خشکی قرار می­گیرند، پس از دوره بازیابی رطوبت، به مقادیر مشاهده­شده در شاهد نزدیک­تر است. این امر می­تواند امکان فعال­شدن مکانیسم­های جبرانی پس از احیا­شدن در گیاهانی که در معرض شرایط خشکسالی طولانی­مدت قرار گرفتند را توجیه کند. بر اساس نتایج ارایه­شده به­نظر می رسد زمان لازم برای بازیابی کامل ذرت بعد از آبیاری مجدد، با شدت قرار­گرفتن در معرض تنش خشکی مرتبط است. محققان فوق در جمع­بندی نتایج اشاره کردند که البته به مطالعات بیشتری برای توصیف کامل پاسخ­های فیزیولوژیکی و مکانیسم­های اساسی بعد از بازیابی نیاز است (Zhang et al., 2018).

بی­شک با محدودیت منابع آبی و تغییرات ناموزون آب و هوا احتمال مواجه­شدن گیاهان زراعی با تنش خشکی بیشتر خواهد شد. بنابراین شناسایی و کشت ژنوتیپ­هایی که توان بازایی بالاتری پس از مواجه­شدن با تنش خشکی دارند؛ کمک شایانی در مدیریت آبیاری و حفظ عملکرد بالا و مطلوب محصول خواهد داشت. در مطالعه حاضر، توانایی احیای آفتابگردان دانه روغنی بعد از رفع شرایط تنش و اثرات آن بر کمیت و کیفیت محصول بررسی شده است.

2. روش­شناسی پژوهش

دو ژنوتیپ DM-2 و H158A/H543R به­ترتیب از USDA (آمریکا) و ASGROW (فرانسه) در قالب طرح پایه کاملاً تصادفی تحت شرایط نرمال (شاهد) و احیا در سه تکرار کشت شدند و در مرحله هشت­برگی بر اساس صفات مورفولوژیکی و آنزیمی و در مراحل نهایی رشد بر اساس صفات مورفولوژیکی و پروفیل اسیدهای چرب از نظر توانایی احیا ارزیابی شدند. کشت در گلدان­های 10 کیلوگرمی (8/23 در 7/23 سانتیمتر) حاوی خاک تقویت­شده با کود دامی (به نسبت 1 ماسه 2 خاک) انجام گرفت (فایل تکمیلی 1). گیاهان در شرایط کنترل‌شده محیطی (متوسط دمای 26 درجه سانتی­گراد، رطوبت 47%، با شدت نور 12000 لوکس و دوره شبانه‌­روزی 16 ساعت روشنایی و هشت ساعت تاریکی) پرورش یافتند. اعمال تنش خشکی در مرحله هشت برگی به‌صورت تدریجی آغاز و تا سطح 30 درصد ظرفیت گلدانی ادامه یافت. سه روز گیاهان تحت تنش 30 درصد گلدانی نگهداری شدند. کل دوره تنش 18 روز به طول انجامید. با مشاهده علائم پژمردگی (شکل 1) آبیاری انجام و 24 ساعت بعد اندازه­گیری­های مورفولوژیکی و نمونه­برداری جهت سنجش فعالیت آنزیم­ها انجام شد.

شکل 1. نمایی از گیاهان آفتابگردان DM-2 (سمت چپ) و H158A/H543R (سمت راست) در طول دوره تنش خشکی.

سنجش سطح برگ با دستگاه سطح­سنج مدل Area meter AM200 انجام گرفت. غلظت عناصر با روش
 Wahing et al. (1989) و با­استفاده­از فلیم­فتومتر مدل 400 اندازه­گیری شد. نشت یونی با روش Shi et al. (2014) و محتوای نسبی آب (RWC) با روش Ferrat & Lova (1999) اندازه­گیری شدند. محتوای کلروفیل a، کلروفیل b و کلروفیل کل به­روشLichtenthaler & Wellburn (1985) اندازه­گیری شد. میزان مالون­دی­آلدهید بر اساس روش Heath & Packer (1968)، کاتالاز با­استفاده­از روش Aebi (1984)، گایاکول با روش Updhyaya et al. (1985) اندازه­گیری شد. سنجش میزان پر­اکسید هیدروژن به­روش Alexieva (2001) و فعالیت آنزیم سوپر­اکسید­دیسموتاز به­روش Beauchamp & Fridovich (1971) انجام شد. سنجش میزان لیپواکسیژناز، پرولین و قند به­روش Irigoyen et al. 1992))، ارزیابی میزان پروتئین کل به­روش Bradford (1976) و سنجش فعالیت آنزیم آسکوربات­پراکسیداز به­روش Nakano & Asada (1981) انجام گرفت.

1-2. بررسی الگوی اسیدهای چرب

جهت اندازه­گیری و تعیین پروفیل اسیدهای چرب از روغن­گیری به­روش سوکسوله و GSM استفاده شد. ابتدا 100 میلی­گرم از هر نمونه با افزودن سه میلی­لیتر هیدروکسید پتاسیم متانولی (دو مولار) و پنج میلی­لیتر اسید­سولفوریک متانولی (12% حجمی/حجمی) تبدیل به متیل­استر شد. متیل­استر حاصل با یک میلی­لیتر هپتان نرمال استخراج و یک میکرولیتر از فاز هپتان نرمال به دستگاه کروماتوگرافی گازی مدل Agilent-6890 ساخت کمپانی Agilent آمریکا تزریق شد. جهت شناسایی اسیدهای چرب از مخلوط استاندارد اسیدهای چرب شرکت سیگما با مقایسه زمان­های بازداری استفاده شد.

2-2. تجزیه داده­ها

تجزیه واریانس در قالب مدل آماری طرح پایه کاملاً تصادفی و آماره­های توصیفی شامل میانگین و ضریب تغییرات، در نرم­افزار SAS نسخه 9.4 انجام و محاسبه شدند. از روش SNK (Student-Newman-Keuls) برای مقایسات میانگین­ها استفاده شد.

3. یافته­های پژوهش و بحث

بر اساس نتایج جدول 1، درصد تغییرات تحت شرایط تنش خشکیِ 30% در­مقایسه­با شرایط نرمال برای صفات طول برگ، نشت یونی، کلروفیل، محتوای سدیم برگ، محتوای پتاسیم برگ، محتوای سدیم ریشه و نسبت سدیم به پتاسیم افزایش و برای صفاتی مانند وزن برگ، سطح برگ، عرض برگ، طول ریشه، وزن ریشه، تعداد برگ، نسبت سدیم به پتاسیم برگ و محتوای پتاسیم ریشه، کاهش نشان داد که مؤید تاثیر تنش بر گیاه می­باشد.

جدول 1. تاثیر تنش خشکیِ 30% بر صفات مورد ارزیابی در آفتابگردان.

1-3. بررسی توان احیا بر اساس صفات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی در مرحله گیاهچه

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که بین تیمارها (شرایط نرمال و احیا) از لحاظ تاثیر بر صفات وزن برگ، RWC و نشت یونی در سطح احتمال پنج درصد و مقدار سدیم در ریشه، تعداد برگ، مقدار پتاسیم در برگ، نسبت سدیم به پتاسیم در ریشه و ارتفاع بوته در سطح احتمال یک درصد اختلاف معنی­دار وجود دارد. بین ژنوتیپ­ها در رابطه با صفات سطح برگ، طول برگ و وزن ریشه در سطح احتمال پنج درصد و نسبت سدیم به پتاسیم در ریشه و ارتفاع بوته در سطح احتمال یک درصد اختلاف معنی­دار مشاهده شد. از طرفی، اثرات متقابل تیمار×ژنوتیپ برای صفات وزن برگ و کلروفیل در سطح احتمال پنج درصد و مقدار سدیم در ریشه و نسبت سدیم به پتاسیم در ریشه در سطح یک درصد معنی­دار بود (جدول 2). ضریب تغییرات (CV) در جدول تجزیه واریانس در اکثر موارد بجز در رابطه با محتوای سدیم برگ (678/31) پایین­تر از 25 درصد برآورد شده است که از حاکی دقت بالای آزمایش می­باشد. در رابطه با محتوای سدیم برگ احتمالاً آرایش میانگین تیمارها در اطراف میانگین کل یکنواخت بوده؛ بنابراین واریانس تیمارها کوچکتر شده و در نتیجه F معنی­دار نشده است. از طرفی در رابطه با صفات کمی (پلی­ژنیک) از جمله محتوای سدیم برگ که بیشتر تحت تاثیر تغییرات محیطی قرار می­گیرند در تعدادی از مطالعات ضریب تغییرات بزرگتر از 30 نیز مشاهده شده است
 (Morsali Aghajari et al., 2019).

برای صفات سطح برگ، طول برگ، وزن ریشه، ارتفاع بوته و نسبت سدیم به پتاسیم در ریشه در بین سطوح فاکتور اول (ژنوتیپ­ها) اختلاف معنی­دار مشاهده شد. بیشترین مقدار در صفات فوق در ژنوتیپ DM-2 مشاهده شد (جدول 3). در رابطه با فاکتور دوم؛ بین تیمارها (شرایط نرمال و احیا) برای صفات وزن برگ، تعداد برگ، محتوای نسبی آب، نشت یونی، پتاسیم برگ، ارتفاع بوته، محتوای سدیم ریشه و نسبت سدیم به پتاسیم در ریشه اختلاف معنی­دار مشاهده شد. در شرایط نرمال صفات وزن برگ، ارتفاع بوته، تعداد برگ و محتوای نسبی آب و در شرایط احیا بعد از تنش، صفات نشت یونی، پتاسیم برگ، محتوای سدیم ریشه و نسبت سدیم به پتاسیم بیشترین مقادیر را دارا بودند (جدول 3). در آفتابگردان کاهش سطح برگ، تعداد برگ و ارتفاع بوته به­عنوان متداول­ترین پاسخ به تنش خشکی در مرحله رشدی گزارش ‌شده است (Ahmadikhah & Marufinia, 2016). همچنین افزایش طول ریشه در آفتابگردان یک پاسخ تدافعی به تنش خشکی می­باشد (Rauf et al., 2008) که تحت شرایط احیا بعد از تنش خشکی در ژنوتیپ DM-2 افزایش و در ژنوتیپ H158A/H543R کاهش نشان داد. در این میان محتوای نسبی آب در هر دو ژنوتیپ کاهش نشان داد. کاهش میزان محتوای نسبی آب در ژنوتیپ DM-2 با­توجه­به توان بالای آن در حفظ پتانسیل آب برگ‌ کمتر است (Darvishzadeh et al., 2014; Terzi et al., 2013). در هر دو ژنوتیپ آفتابگردان، تحت شرایط احیا در­مقایسه­با شرایط نرمال، میزان نشت یونی افزایش نشان داد (فایل تکمیلی 2).

جدول 2. تجزیه واریانس برای صفات اندازه­گیری­شده در مرحله گیاهچه در آفتابگردان تحت شرایط نرمال و احیا.

^* معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد، ^** معنی­دار در سطح احتمال یک درصد.

بالا بودن مقدار نشت یونی در ژنوتیپ H158A/H543R نشان از حساسیت آن به تنش است (Sairam et al., 2002). محتوای سدیم و پتاسیم در برگ و ریشه هر دو ژنوتیپ به­ویژه در ریشه ژنوتیپ DM-2 بیشتر بود. افزایش سطح سدیم و پتاسیم تحت تنش با تحمل به خشکی ارتباط دارد (Bohnert et al., 1995). افزایش سطوح این عناصر در برگ، پاسخی در جهت تنظیم و باز­شدن روزنه­ها، افزایش مکش حاصل از تبخیر و تعرق، افزایش توان جذب آب از خاک و در نهایت افزایش فتوسنتز و رشد در ژنوتیپ DM-2 است. اثرات متقابل برای صفات وزن برگ، کلروفیل، محتوای سدیم ریشه و نسبت سدیم به پتاسیم در ریشه در سطح احتمال پنج درصد معنی­دار بود (جدول 3). بیشترین مقادیر وزن برگ در ژنوتیپ DM-2 در شرایط نرمال، برای صفت کلروفیل در ژنوتیپ H158A/H543R تحت شرایط احیا بعد از تنش، برای صفت محتوای سدیم ریشه و نسبت سدیم به پتاسیم در ژنوتیپ DM-2 تحت شرایط احیا بعد از تنش مشاهده شد.

2-3. بررسی توان احیا بر اساس صفات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی در مرحله گیاه کامل

بین تیمارها (شرایط نرمال و احیا) برای ارتفاع بوته، وزن ریشه در سطح احتمال پنج درصد و صفت قطر ساقه در سطح احتمال یک درصد اختلاف آماری معنی­دار مشاهده شد. بین ژنوتیپ­ها برای صفات عرض طبق، وزن طبق، وزن کل دانه، عملکرد روغن و وزن دانه در مرحله خمیری در سطح احتمال یک درصد و وزن خشک دانه، قطر ساقه، طول طبق و ارتفاع بوته در سطح احتمال پنج درصد اختلاف معنی­دار مشاهده شد. اثرات متقابل تیمار×ژنوتیپ برای صفات قطر طبق در سطح احتمال پنج درصد و وزن دانه در مرحله خمیری در سطح یک درصد معنی­دار بود (جدول 4).

برای صفات عرض طبق، طول طبق، وزن طبق، ارتفاع بوته، وزن خشک دانه، وزن کل دانه، عملکرد روغن و قطر ساقه بین سطوح فاکتور اول (ژنوتیپ­ها) اختلاف معنی­دار مشاهده شد. در این بین قطر ساقه بیشترین مقدار را در ژنوتیپ H158A/H543R دارا بود (جدول 3). در رابطه با فاکتور دوم، بین سطوح تیمارها در صفات ارتفاع بوته، قطر ساقه و وزن ریشه اختلاف معنی­دار مشاهده شد و صفات ارتفاع بوته، قطر ساقه تحت شرایط نرمال و وزن ریشه تحت شرایط احیا بیشترین مقادیر را دارا بودند. عملکرد و درصد روغن در هر دو ژنوتیپ در شرایط احیا نسبت به نرمال کاهش نشان دادند (جدول 3 و فایل تکمیلی 3) که با گزارش‌های پیشین مبنی بر حساسیت افزایش روغن تحت تنش شدید کم‌آبی و کاهش روغن تحت تنش ملایم کم­آبی مطابقت دارد
 (Anastasi et al., 2010). اثرات متقابل برای صفات قطر طبق و وزن دانه در مرحله خمیری در سطح احتمال پنج درصد معنی­دار بود و بیشترین مقدار در ژنوتیپ DM-2 و شرایط احیا مشاهده شد (جدول 3).

جدول 3. مقایسه میانگین تیمارها برای صفات مورد مطالعه در ژنوتیپ­های آفتابگردان در مرحله گیاهچه و گیاه کامل.

میانگین­های دارای حروف متفاوت دارای تفاوت معنی­دار در سطح احتمال 05/0 با استفاده از آزمون SNK می­باشند.

جدول 4. تجزیه واریانس برای صفات اندازه­گیری­شده در مرحله بلوغ در آفتابگردان تحت شرایط نرمال و احیا.

* معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد، ^** معنی­دار در سطح احتمال یک درصد.

3-3. بررسی توان احیا بر اساس صفات بیوشیمیایی

بر اساس نتایج (جدول 4، فایل تکمیلی 4 و 5) بین ژنوتیپ­ها برای محتوای پرولین اختلاف معنی­دار در سطح احتمال یک درصد مشاهده شد. محتوای پرولین با اعمال تنش افزایش و با احیای مجدد روند نزولی می­یابد (Safahani Langeroodi et al., 2014). بین ژنوتیپ‌­ها برای محتوای آسکوربات و لیپواکسیژناز در سطح احتمال پنج درصد اختلاف معنی­دار مشاهده شد.
 Cengiz Baloglu et al. (2012) در ارزیابی دو کولتیوار آفتابگردان تحت تنش کم‌آبی، افزایش محتوای آسکوربات­پراکسیداز در یکی از کولتیوارها و عدم تاثیرپذیری آن در کولتیوار دیگر را گزارش کردند. این اختلاف با بالا بودن مقدار هیدروژن­پراکسیداز و خنثی­شدن اثر آسکوربات توسط آن توجیه شد (Cengiz Baloglu et al., 2012). بین ژنوتیپ­ها برای محتوای گایاکول به­عنوان آنزیم کاهش‌دهنده هیدروژن­پراکسیداز در سیتوزول، واکوئل و دیواره سلولی و فضای خارج سلولی (Gill & Tuteja, 2010) اختلاف معنی­دار در سطح احتمال یک درصد مشاهده شد. اثرات متقابل تیمار×ژنوتیپ برای صفت سوپر­اکسید­دیسموتاز در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بود.

جدول 4. تجزیه واریانس برای صفات بیوشیمیایی در آفتابگردان تحت شرایط نرمال و احیا.

* معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد، ^** معنی­دار در سطح احتمال یک درصد.

بین ژنوتیپ­ها، در فعالیت آنزیم لیپواکسیژناز، پرولین، آسکوربات و گایاکول اختلاف معنی­دار مشاهده شد. بیشترین فعالیت آنزیم لیپواکسیژناز و پرولین در ژنوتیپ DM-2 و بیشترین فعالیت آنزیم آسکوربات و گایاکول در ژنوتیپ H158A/H543R مشاهده شد (جدول 5). فعالیت بالای لیپواکسیژناز و پرولین در ژنوتیپ DM-2 با­توجه­به عملکرد آنها قابل توجیه است. مهم­ترین عملکرد لیپواکسیژناز ایجاد مقاومت به تنش­ها است (Grebner et al., 2013) و محتوای پرولین نیز متأثر از تنش خشکی و ژنوتیپ بوده و با اعمال تنش جهت ایجاد مقاومت محتوای پرولین افزایش و با احیای مجدد روند نزولی می­یابد
 (Safahani Langeroodi et al., 2014). بالا بودن فعالیت آنزیم آسکوربات و گایاکول در ژنوتیپ H158A/H543R را با­توجه­به ضرورت، نقش و اهمیت افزایش فعالیت آنزیم­های آسکوربات­پراکسیداز، کاتالاز و گایاکول­پراکسیداز جهت مهار هیدروژن پراکسیداز تحت شرایط تنش خشکی (Smirnoff, 1993) می­توان توجیه کرد. بیشترین میزان سوپراکسید­دیسموتاز در ژنوتیپ H158A/H543R تحت شرایط نرمال و در ژنوتیپ DM-2 تحت شرایط احیا مشاهده شد. به­طور کلی گیاهانی که تحت شرایط تنش توانایی حفظ فعالیت سه آنزیم سوپر­اکسید­دیسموتاز، کاتالاز و آسکوربات­پراکسیداز را در بالاترین سطح دارند، از امکان حفظ تعادل در تولید و حذف گونه فعال هیدروژن­پراکسیداز برخوردارند (Silva et al., 2010). بنابراین افزایش سوپر­اکسید­دیسموتاز جهت ایجاد مقاومت به تنش در ژنوتیپ متحمل قابل توجیه است. این افزایش به­حدی بوده است که بعد از احیا هم سطح بالاتری از فعالیت این آنزیم نسبت به شرایط نرمال در ژنوتیپ متحمل DM-2 مشاهده شد. از سوی دیگر واکنش آنزیم­ها و میزان تولید آنها در گیاهان متاثر از شدت تنش، مدت تنش، گونه و مرحله رشد و نموی گیاه است (Mohseni et al., 2019). بنابراین بالا بودن سوپراکسید­دیسموتاز در ژنوتیپ H158A/H543R تحت شرایط نرمال برگرفته از ساختار ژنتیکی آن می­باشد. چنانچه در مطالعه انجام­شده روی سه رقم زیتون سطح اولیه تولید سوپراکسید­دیسموتاز در ارقام مورد مطالعه یکسان نبود؛ اما در همه با گذشت زمان و اعمال تنش افزایش نشان داد (Amini et al., 2014) و اثر متقابل نیز برای صفت سوپراکسید­دیسموتاز معنی­دار بود.

جدول 5. مقایسه میانگین تیمارها برای صفات بیوشیمیایی در ژنوتیپ­های آفتابگردان تحت شرایط نرمال و احیا.

میانگین­های دارای حروف متفاوت دارای تفاوت معنی­دار در سطح احتمال 05/0 با­استفاده­از آزمون SNK می­باشند.

4-3. بررسی توان احیا بر اساس پروفیل اسیدهای چرب

آنالیز اسیدهای چرب حاکی از حضور 12 اسید چرب در پروفیل اسید چرب دانه­ بود (جدول 6). الگوی اسید چرب دو ژنوتیپ بجز در مورد اسید چرب اشباع استریک  (C18:0)کاملاً مشابه بود. بیشترین اختلاف معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد، بین ژنوتیپ­ها در اسید چرب پالمیتولئیک­اسید مشاهده شد.

جدول 6. تجزیه واریانس برای پروفایل اسیدهای چرب در آفتابگردان تحت شرایط نرمال و احیا.

* معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد.

بین ژنوتیپ­ها در مقادیر اسید­پالمیتولئیک اختلاف معنی­دار مشاهده شد. بیشترین مقدار اسیدپالمیتولئیک در ژنوتیپ DM-2 مشاهده شد (جدول 7). در شرایط احیا در هر دو ژنوتیپ افزایش در میزان لینولئیک­اسید و کاهش در میزان اولئیک­اسید نسبت به شرایط نرمال مشاهده شد که مطابق با گزارش‌ Khoufi et al. (2014) مبنی بر اثر تنش خشکی بر محتوای اسید چرب لینولئیک و اولئیک است (فایل تکمیلی 6).

5-3. نسبت اسید چرب اشباع به غیر اشباع

ارزیابی نسبت اسید چرب اشباع به غیر اشباع و پایین­بودن مقادیر نسبت فوق در تعیین کیفیت روغن بااهمیت است. در این پژوهش ژنوتیپ DM-2 تحت هر دو شرایط از کمترین میزان این نسبت برخوردار بود و بیشترین مقدار آن تحت شرایط احیا و در ژنوتیپ H158A/H543R مشاهده شد. شرایط احیا علاوه­بر تغییر در نسبت اسیدهای چرب با تغییر نسبت سه اسید چرب لینولیک، لینولنیک و اولئیک­اسید پایداری روغن را نیز متأثر می­سازد. تنش سبب کاهش اسید چرب اولئیک و افزایش اسید چرب لینولیئک می­شود که هر دو رابطه عکس با پایداری روغن ‌دارند (Mohammadi et al., 2007).

جدول 7. مقایسه میانگین تیمارها برای پروفیل اسید چرب در ژنوتیپ­های آفتابگردان تحت شرایط احیا و نرمال.

4. نتیجه­گیری

صفات سطح برگ، عرض برگ، طول برگ، طول ریشه، کلروفیل، روز تا گلدهی، طول دوره گلدهی، درصد دانه پر، عرض طبق، وزن اندام هوایی، وزن خشک دانه، وزن کل دانه در هر دو ژنوتیپ کمترین اختلاف را با شاهد بعد از احیا نشان دادند؛ اما صفات محتوای نسبی آب، نشت یونی، پتاسیم ریشه، درصد دانه، تعداد طبق، قطر طبق، ارتفاع بوته، وزن بوته، وزن اندام هوایی، وزن کل دانه در ژنوتیپ DM-2 و صفات وزن برگ، طول برگ، وزن ریشه، نسبت سدیم به پتاسیم برگ، عرض دانه، طول طبق، وزن خشک دانه در ژنوتیپ H158A/H543R کمترین اختلاف را با شاهد داشتند. با­توجه­به اینکه ارتفاع بوته بهترین و مناسب­ترین صفت مورفولوژیکی جهت گزینش ژنوتیپ­های آفتابگردان تحت تنش است؛ توان احیای ارتفاع بوته در هر دو مرحله رشدی ارزیابی و بر اساس نتایج اختلاف مقادیر اندازه­گیری­شده در شرایط احیا نسبت به شاهد بین دو مرحله در ژنوتیپ DM-2 357/%10 و در ژنوتیپ H158A/H543R 967/%12 برآورد شد. درصد تغییرات ارتفاع نسبت به شاهد در مرحله رشد در ژنوتیپ DM-2 996/%12 و در ژنوتیپ H158A/H543R 905/%26 بود که مقادیر برآورد­شده آن در مرحله رسیدگی کامل در ژنوتیپ DM-2 639/2 درصد و در ژنوتیپ H158A/H543R 937/%13 بود که نشان از توان بالای احیایی ژنوتیپ DM-2 است (فایل تکمیلی 2 و 3). نتایج حاصل از ارزیابی صفات اندازه­گیری­شده در مرحله هشت برگی، تاثیر تنش در این مرحله از دوره رشدی را نشان می­دهد و با­توجه­به نتایج، می­توان ژنوتیپ DM-2 را به­‌عنوان ژنوتیپ متحمل و ژنوتیپ H158A/H543R به‌عنوان ژنوتیپ حساس معرفی کرد. نتایج ارزیابی فعالیت آنزیم­ها 24 ساعت بعد از آبیاری، تغییرات فعالیت آنزیم­ها در ژنوتیپ­ها را در طی احیا نشان می­دهد؛ به­طوری­که باوجود متعادل­شدن و معنی­دار­نبودن فعالیت اکثر آنزیم­ها 24 ساعت بعد احیا، نتایج ارزیابی اثرات احتمالی تیمار احیا در مراحل نهایی رشد در صفات کمیت و کیفیت روغن نشان از تغییر الگوی اسیدهای چرب و نسبت اسیدهای چرب در دو ژنوتیپ آفتابگردان دارد. تفاوت رفتار فعالیت آنزیم­ها و الگوی اسید چرب مشاهده­شده مؤید تأثیر ژنوتیپ بر اختلافات مشاهده­‌شده در پاسخ به اثرات تنش خشکی در ژنوتیپ­های مختلف می­باشد. از­آنجایی­که توان بازیابی گیاه پس از احیا به‌عنوان معیار مهمی برای اصلاح نژاد و تولید ارقام متحمل به تنش می­باشد؛ ژنوتیپ DM-2 از دیدگاه اصلاحی به‌عنوان ژنوتیپ مطلوب معرفی می­شود.

5. منابع

Abid, M., Ali, S., Kang Qi, L., Zahoor, R., Tian, Z., Jiang, D., Snider, J.L., & Dai, T. (2018). Physiological and biochemical changes during drought and recovery periods at tillering and jointing stages in wheat (Triticum aestivum L.). Scientific Reports, 8, 4615.

Aebi, H. (1984). Catalase in vitro. Methods in Enzymology, 105, 121-126.

Ahmadikhah, A., & Marufinia, A. (2016). Effect of reduced plant height on drought tolerance in rice. 3 Biotech, 6, 221.

Amini, Z., Moalemi, N.A., & Saadati, S. (2014). Effects of water deficit on proline content and activity of antioxidant enzymes among three olive (Olea europaea L.) cultivars. Plant Research Journal (Iranian Biology Journal), 2(27), 156-16. (In Persian).

Anastasi, U., Santonoceto, C., Giuffrè, A.M., Sortino, O., Gresta, F., & Abbate, V. (2010). Yield performance and grain lipid composition of standard and oleic sunflower as affected by water supply. Field Crops Research, 119, 145–153.

Andrianasolo, F.N., Debaeke, P., Champolivier, L., & Maury, P., (2016). Analysis and modelling of the factors controlling seed oil content in sunflower: A review. Oil Seed and Fats Crop Lipids, 23(2), 206.

Alexieva, V., Sergiev, I., Mapelli, S., & Karanov, E. (2001). The effect of drought and ultraviolet radiation on growth and stress markers in pea and wheat. Plant, Cell & Environment, 24, 1337-1344.

Beauchamp, C., & Fridovich, I. (1971). Superoxide dismutase: Improve assays and an essay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry, 44, 276–287.

Bohnert, H.J., Nelson, D.E., & Jensen, R.G. (1995). Adaptation to environmental stresses. The Plant Cell, 7, 1099-1111.

Bradford, M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72(1), 248-254.

Chakraborty, N.R., Lakshman, S.S., Sandip Debnath, S., & Rahimi, M. (2022). Yield stability and economic heterosis analysis in newly bred sunfower hybrids throughout diverse agro-ecological zones. BMC Plant Biology, 22, 579.

Cengiz Baloglu, M., Kavas, M., Aydin, G., Avni Oktem, H., & Meral Yucel, A. (2012). Antioxidative and physiological responses of two sunflower (Helianthus annuus) cultivars under PEG-mediated drought stress. Turkish Journal of Botany, 36, 707-714.

Darvishzadeh, R., Maleki, H.H., & Sarrafi, A. (2011). Path analysis of the relationships between yield and some related traits in diallel population of sunflower (Helianthus annuus L.) under well-watered and water-stressed conditions. Australian Journal of Crop Science, 5(6), 674.

Darvishzadeh, R., Hatami Maleki, H., Pirzadi, A., Kholghl, M., & Abdollahi Mandoulakani, B. (2014). Genetic analysis of yield and yield related traits in sunflower (Helianthus annuus L.) underwell-waterd and water-stressed conditions. Genetika, 46(2), 369-384.

Ferrat, I.L., & Lova, C.J. (1999). Relation between relative water content, nitrogen pools and growth of Phaseolus vulgaris (L.) and P. acutifolius (A.) gray during water deficit. Crop Science, 39, 467-474.

Fernandez, O., Urrutia, M., Berton, T., Bernillon, S., Deborde, C., Jacob, D., Maucourt, M., Maury, P., Durufé, H., Gibon, Y., Langlade, N.B., & Moing, A. (2019). Metabolomic characterization of sunfower leaf allows discriminating genotype groups or stress levels with a minimal set of metabolic markers. Metabolomics, 15(4), 56.

Heath, R.L., & Packer, L. (1968). Photoperoxidation in isolated chloroplasts: II. Role of electron transfer. Archives Biochemistry Biophysics, 125(3), 850-857.

Hincha, D.K., & Thalhammer, A. (2012). LEA proteins: IDPs with versatile functions in cellular dehydration tolerance. Biochemical Society Transactions, 40(5), 1000-1003.

Irigoyen, J.J., Emerich, D.W., & Sanchez-Diaz, M. (1992). Water stress induced changes in concentrations of proline and total soluble sugars in nodulated alfalfa (Medicago sativa) plants. Plants Cell Physiology, 84, 55-60.

Ghaffari, M., Toorchi, M., Valizadeh, M., & Shakiba, M.R. (2012). Morpho-physiological screening of sunflower inbred lines under drought stress condition. Turkish Journal of Field Crops, 17(2), 185-190.

Gray, S.B., & Brady, S.M. (2016). Plant developmental responses to climate change. Developmental Biology, 419(1), 64–77.

Grebner, W., Stingl, N.E., Oenel, A., Mueller, M.J., & Berger, S. (2013). Lipoxygenase-6-dependent oxylipin synthesis in roots is required for abiotic and biotic stress plant resistance of Arabidopsis. Plant Physiology, 161(4), 2159–2170.

Levitt, J. (1980). Responses of plant to environmental stress: Water, radiation, salt and other stresses. Academic Press, New York, 365 p.

Lichtenthaler, H.K., & Wellburn, A.R. (1985). Determination of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf in different solvents. Biochemical Society Transactions, 11, 591-592.

Maurel, C., Boursiac, Y., Luu, D.T., Santoni, V., Shahzad, Z., & Verdoucq, L. (2015). Aquaporins in plants. American Physiological Society, 95, 1321–1358.

Mohammadi, T., Azizi Tabrizzad, M.H., & Taslimi, A. (2007). Relation of fatty acids composition with stability of sunflower and canola oil blends. Journal of Food Science and Technology, 4(2), 67-76. (In Persian).

Mohseni, Z., Moradian, F., & Rahdari, P. (2019). The study of activity of antioxidant enzymes, guaiacol peroxidase and ascorbate peroxidase and the amount of Na, K and pigment content in Spinach oleracea (L.) under NaCl salinity stress. Plant Research Journal (Iranian Biology Journal), 4(32), 915-924. (In Persian).

Morsali Aghajari, F., Darvishzadeh, R., Hatami Maleki, H., Gholinezhad, E., & Kalantar, A. (2019). Selection of salinity tolerant lines of sunflower using some physiological characteristics. Journal of Crop Breeding, 11(31), 185-195. (In Persian).

Nakano, Y., & Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22(5), 867-880.

Oilworld (2021). https://www.oilwo rld.biz/

Ortiz, N., Armada, E., Duque, E., Roldán, A., & Azcón, R. (2015). Contribution of arbuscular mycorrhizal fungi and/or bacteria to enhancing plant drought tolerance under natural soil conditions: Effectiveness of autochthonous or allochthonous strains. Journal Plant Physiology, 174, 87-96.

Khoufi, S., Khamassi., K., Jaime, A., Teixeira Da Silva, J.A., Salah, R., & Jeddi Faysal, B. (2014). Watering regime affects oil content and fatty acid composition of six sunflower lines. Journal of New Sciences, 7(1).

Kosava, K., Vitamvas, P., & Prasil, I.T. (2014). Wheat and barley dehydrins under cold, drought, and salinity-what can LEA-II proteins tell us about plant stress response? Frontiers in Plant Science, 5, 343.

Rajput, V.D., Harish Singh, R.K., Verma, K.K., Sharma, L., Quiroz-Figueroa, F.R., Meena, M., Gour, V.S., Minkina, T., Sushkova, S., & Mandzhieva, S. (2021). Recent developments in enzymatic antioxidant defence mechanism in plants with special reference to abiotic stress. Journals Biology, 10(4), 267.

Rauf, S., & Sadaqat, H.A. (2008). Identification of physiological traits and genotypes combined to high achene yield in sunflower (Helianthus annuus L.) under contrasting water regimes. Australian Journal of Crop Science, 1, 23-30.

Safahani Langeroodi, A.R., Kamkar, B., Teixeira da Silva, J.A., & Ataei, M. (2014). Response of sunflower cultivars to deficit irrigation. Helia, 37(60), 37-58.

Sairam, R.K., Rao, K.V., & Srivastava, G.C. (2002). Differential response of wheat genotypes to longterm salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science, 163, 1037-1046.

Shi, Q., Bao, Z., Zhu, Z., Ying, Q., & Qian, Q. (2014). Effects of different treatments of salicylic acid on heat tolerance, chlorophyll fluorescence, and antioxidant enzyme activity in seedlings of Cucumis sativa (L.). Plant Growth Regulation, 48, 127-135.

Silva, E.N., Ferreira-Silva, S.L., Fontenele, A.V., Ribeiro, R.V., Viégas, R.A., & Silveira, J.A.G. (2010) Photosynthetic changes and protective mechanisms against oxidative damage subjected to isolated and combined drought and heat stresses in Jatropha curcas plants. Journal of Plant Physiology, 167, 1157-1164.

Smirnoff, N. (1993). The role of active oxygen in the response of plant to water deficit and desiccation. New Phytologist, 125, 27-58.

Seleiman, M.F., Al-Suhaibani, N., Ali, N., Akmal, M., Alotaibi, M., Refay, Y., Dindaroglu, T., Abdul-Wajid, H.H., & Battaglia, M.L. (2021). Drought stress impacts on plants and different approaches to alleviate its adverse effects. Plants, 10, 259. https://doi.org/10.3390/plants 10020259.

Terzi, R., Saruhan Güler, N., Kutlu Çalışkan, N., & Kadıoğlu, A. (2013). Lignification response for rolled leaves of Ctenanthe setosa under long-term drought stress. Turkish Journal of Botany, 37, 614-619.

Updhyaya, A., Sankhla, D., Davis, T.D., Sankhla, N., & Smidth, B.N. (1985). Effect of paclobutrazol on the activities of some enzymes of activated oxygen metabolism and lipid peroxidation in senescing soybean leaves. Journal of Plant Physiology, 121, 453-461.

Wahing, I., Van, W., Houba, V.J.G., & Vander, J.J. (1989). Soil and plant analysis a series of syllabi. Part7, plant analysis procedure. Wageningen agriculture university.

Zareei Siahbidi, A., Rezaeizad, A., & Mehdi Ghaffari, M. (2022). Combining ability of some sunflower parental lines in both normal and drought stress conditions. Helia, 1-16.

Zhang, X., Lei, L., Lai, J., Zhao, H., & Song, W. (2018). Effects of drought stress and water recovery on physiological responses and gene expression in maize seedlings. BMC Plant Biology, 18, 68.

فایل­‌های تکمیلی

فایل تکمیلی 1. نتایج آنالیز خاک.

فایل تکمیلی 2. آماره­های توصیفی صفات در آفتابگردان تحت شرایط نرمال و احیا در مرحله گیاهچه.

فایل تکمیلی 3. آماره­های توصیفی صفات در ژنوتیپ­های آفتابگردان تحت شرایط احیا و نرمال در مرحله گیاه کامل.

فایل تکمیلی 4. آماره­های توصیفی صفات بیوشیمیایی در ژنوتیپ متحمل تحت شرایط نرمال و احیا.

فایل تکمیلی 5. آماره­های توصیفی برای صفات بیوشیمیایی در ژنوتیپ حساس تحت شرایط نرمال و احیا.

فایل تکمیلی 6. آماره­های توصیفی برای پروفایل اسیدهای چرب در ژنوتیپ­های آفتابگردان تحت شرایط احیا و نرمال.